References

vavilov

Вавиловский журнал генетики и селекции

Vavilov Journal of Genetics and Breeding

2500-3259

Institute of Cytology and Genetics of Siberian Branch of the RAS

vavilov-447

Research Article

ГЕНЕТИКА И СЕЛЕКЦИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ, СИМБИОГЕНЕТИКА, СИМБИОТИЧЕСКИЕ СИСТЕМЫ

PLANT MOLECULAR GENETICS

Трансгенные растения как модели для изучения эпигенетической регуляции экспрессии генов

Transgenic plants as a model for studying еpigenetic regulation of gene expression

Маренкова

Т. В.

Marenkova

T. V.

marenkova@bionet.nsc.ru

Дейнеко

Е. В.

Deineko

E. V.

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук», Новосибирск, Россия Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Национальный исследовательский Томский государственный университет», Томск, РоссияРоссияInstitute of Cytology and Genetics SB RAS, Novosibirsk, Russia Tomsk State University, Tomsk, RussiaRussian Federation

2015

02122015

195545551

2015

Маренкова Т.В., Дейнеко Е.В.

Marenkova T.V., Deineko E.V.

This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 License.

https://vavilov.elpub.ru/jour/article/view/447

Феномен потери экспрессии перенесенных генов в трансгенных растениях был обнаружен в начале 1990-х годов. Изучение данного явления показало зависимость частоты инактивации трансгенов от числа интегрированных копий в растительный геном, особенностей организации встройки (наличие дупликаций, векторных последовательностей и др.), места встраивания. Потеря экспрессии гена может происходить на транскрипционном или посттранскрипционном уровне, в большинстве случаев с участием малых интерферирующих РНК (siРНК). У растений наиболее распространенным эпигенетическим механизмом инактивации генов на уровне транскрипции является РНК-направленное метилирование ДНК. Уникальные для растений РНК-полимераза IV и РНК-полимераза V играют в нем важную роль. РНК-полимераза IV отвечает за синтез некодирующих транскриптов с гена-мишени, которые переводятся в двухцепочечную форму РНК-зависимой РНК-полимеразой и с помощью фермента Dicer разрезаются на siРНК. Они метилируются и транспортируются в эффекторный комплекс, основным компонентом которого является белок семейства Agronaute. РНК-полимераза V также считывает некодирующий транскрипт с гена-мишени, но он служит платформой для привлечения siРНК и последующего присоединения белков и ферментов, ответственных за метилирование ДНК и гистонов. Посттранскрипционная инактивация генов происходит в цитоплазме и связана со специфической деградацией эффекторным комплексом (siРНК и AGO-белок) мРНК, которая имеет участок, комплементарный siРНК. У растений кроме канонического механизма РНК-направленного метилирования ДНК существуют и другие варианты эпигенетической регуляции экспрессии генов, которые включают белки, принимающие участие в инактивации генов на посттранскрипционном уровне, специфические белки и другие типы малых РНК. В данном обзоре кратко рассмотрены известные на данный момент компоненты эпигенетической регуляции и сделан акцент на новые факты.

The phenomenon of loss of expression of transferred genes in transgenic plants was discovered in the early 1990s. The study of this phenomenon revealed dependence of the frequency of gene silencing on the number of integrated copies in the plant genome, the properties of the transgene sequence itself (the presence of duplications, vector sequences, and others), chromosomal position. Loss of gene expression can occur transcriptionally or post-transcriptionally in most cases involving small interfering RNA (siRNA). In plants, the most common mechanism for inactivation of genes at the level of RNA transcription is RNA-directed DNA methylation (RdDM). An important role is played by the plant-specific RNA polymerase IV and V. Pol IV is assumed to transcribe non-coding transcripts at its target loci. They are copied into long dsRNAs and are processed by DICER into siRNAs. siRNAs are then methylated and loaded into the effector complex, whose main component is a protein of the Argonaute family. RNA polymerase V also transcribes the noncoding transcript of the target gene, but it serves as a scaf¬fold that interacts with siRNAs and that recruits proteins and enzymes responsible for DNA and histone methylation. Posttranscriptional gene inactivation occurs in the cytoplasm and is associated with a specific effector complex (AGO-siRNA), which cleavages homologous mRNA. In plants, in addition to the canonical pathway, RdDM, more mechanisms exist, which include components for posttranscriptional gene inactivation, specific proteins and other types of small RNAs. In this review, we briefly discuss the currently known components of epigenetic regulation.

инактивация генамалые интерферирующие РНК (siRNA)РНК-направленное метилирование ДНКпосттранскрипционная инактивация

inactivation of genes expressionsiRNARNA-dependent DNA methylationposttranscriptional gene silencing

References1

Ванюшин Б.Ф. Метилирование ДНК у растений: эпигенетический контроль за генетическими функциями. Эпигенетика. Ред. С.М. Закиян, В.В. Власов, Е.В. Дементьева. Новосибирск: Изд-во СО РАН, 2012.

Дорохов Ю.Л. «Умолкание» генов у растений. Молекуляр. биология. 2007;41(4):579-592.

Логинова Д.Б., Меньшанов П.Н., Дейнеко Е.В. Анализ мозаичного проявления nptII-гена у контрастных по мозаицизму трансгенных растений табака. Генетика. 2012;48:1280-1286.

Маренкова (Новоселя) Т.В., Дейнеко Е.В., Шумный В.К. Мозаичный характер проявления гена nptII у трансгенных растений табака Nu 21. Генетика. 2007;43(7):943-954.

Маренкова Т.В., Дейнеко Е.В. Инактивирование генов у растений на уровне транскрипции. Генетика. 2010;46(5):581-592.

Agius F., Kapoor A., Zhu J.K. Role of the Arabidopsis DNA glycosylase/lyase ROS1 in active DNA demethylation. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2006;103:11796-11801.

Bastar M.T., Luthar Z., Skof S., Bohanec B. Quantitative determination of mosaic GFP gene expression in tobacco. Plant Cell Rep. 2004;22:939-944.

Böhmdorfer G., Rowley M.J., Kuciński J., Zhu Y., Amies I., Wierzbicki A.T. RNA-directed DNA methylation requires stepwise binding of silencing factors to long non-coding RNA. Plant J. 2014;79(2):181-191. DOI: 10.1111/tpj.12563

Charrier B., Scollan C., Ross S., Zubko E., Meyer P. Co-silencing of homologous transgenes in tobacco. Mol. Breeding. 2000;6:407-419.

Day C.D., Lee E., Kobayashi J., Holappa L.D., Albert H., Ow D.W. Transgene integration into the same chromosome location can produce alleles that express at a predictable level, or alleles that are differentially silenced. Gene. Dev. 2000;14:2869-2880.

De Paoli E., Dorantes-Acosta A., Zhai J., Accerbi M., Jeong D.H., Park S., Meyers B.C., Jorgensen R.A., Green P.J. Distinct extremely abundant siRNAs associated with cosuppression in petunia. RNA. 2009;15:1965-1970. DOI: 10.1261/rna.1706109

Dinh T.T., Gao L., Liu X., Li D., Li S., Zhao Y., O’Leary M., Le B., Schmitz R.J., Manavella P., Li S., Weigel D., Pontes O., Ecker J.R., Chen X. DNA topoisomerase 1α promotes transcriptional silencing of transposable elements through DNA methylation and histone lysine 9 dimethylation in Arabidopsis. PLOS Genet. 2014;10: e1004446. DOI: 10.1371/journal.pgen.1004446

Dolgosheina E.V., Morin R.D., Aksay G., Sahinalp S.C., Magrini V., Mardis E.R., Mattsson J., Unrau P.J. Conifers have a unique small RNA silencing signature. RNA. 2008;14:1508-1515. DOI: 10.1261/rna.1052008

Gao Z., Liu H.L., Daxinger L., Pontes O., He X., Qian W., Lin H., Xie M., Lorkovic Z.J., Zhang S., Miki D., Zhan X., Pontier D., Lagrange T., Jin H., Matzke A.J., Matzke M., Pikaard C.S., Zhu J.K. An RNA polymerase II- and AGO4-associated protein acts in RNAdirected DNA methylation. Nature. 2010;465(7294):106-109. DOI: 10.1038/nature09025

Groth M., Stroud H., Feng S., Greenberg M.V., Vashisht A.A., Wohlschlegel J.A., Jacobsen S.E., Ausin I. SNF2 chromatin remodeler-family proteins FRG1 and -2 are required for RNA-directed DNA methylation. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2014;111:17666-17671. DOI: 10.1073/pnas.1420515111

Habu Y. Epigenetic silencing of endogenous repetitive sequences by MORPHEUS’ MOLECULE1 in Arabidopsis thaliana. Epigenetics. 2010;5:562-565.

Heilersig H.J., Loonen A., Bergervoet M., Wolters A.M., Visser R.G. Post-transcriptional gene silencing of GBSSI in potato: effects of size and sequence of the inverted repeats. Plant Mol. Biol. 2006;60:647-662. DOI: 10.4161/epi.5.7.12518

Herr A.J., Jensen M.B., Dalmay T., Baulcombe D.C. RNA polymerase IV directs silencing of endogenous DNA. Science. 2005;308(5718):118-120.

Huang C., Zhu J. RNA splicing factors and RNA-directed DNA methylation. Biology (Basel). 2014;3:243-254. DOI: 10.3390/biology3020243

Huang Y., Kendall T., Mosher R.A. Pol IV-dependent siRNAproduction is reduced in Brassica rapa. Biology (Basel). 2013;2:1210-1223. DOI: 10.3390/biology2041210

Jakowitsch J., Papp I., Moscone E.A., van der Winden J., Matzke M.A., Matzke A.J.M. Molecular and cytogenetic characterization of a transgene locus that induces silencing and methylation of homologous promoters in trans. Plant J. 1999;17:131-140.

Johnson L.M., Du J., Hale C.J., Bischof S., Feng S., Chodavarapu R.K., Zhong X., Marson G., Pellegrini M., Segal D.J., Patel D.J., Jacobsen S.E. SRA- and SET-domain-containing proteins link RNA polymerase V occupancy to DNA methylation. Nature. 2014;507:124-128. DOI: 10.1038/nature12931

Khaitová L.C., Fojtová M., Křížová K., Lunerová J., Fulneček J., Depicker A., Kovařík A. Paramutation of tobacco transgenes by small RNA-mediated transcriptional gene silencing. Epigenetics. 2011;6:650-660.

Law J.A., Du J., Hale C.J., Feng S., Krajewski K., Palanca A.M., Strahl B.D., Patel D.J., Jacobsen S.E. Polymerase IV occupancy at RNA-directed DNA methylation sites requires SHH1. Nature. 2013;498:385-389. DOI: 10.1038/nature12178

Liu Z.W., Shao C.R., Zhang C.J., Zhou J.X., Zhang S.W., Li L., Chen S., Huang H.W., Cai T., He X.J. The SET domain proteins SUVH2 and SUVH9 are required for Pol V occupancy at RNA-directed DNA methylation loci. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2014;111: 7474-7479. DOI: 10.1371/journal.pgen.1003948

Luo C., Durgin B.G., Watanabe N., Lam E. Defining the functional network of epigenetic regulators in Arabidopsis thaliana. Mol. Plant. 2009;2:661-674. DOI: 10.1093/mp/ssp017

Lunerová-Bedrichová J., Bleys A., Fojtová M., Khaitová L., Depicker A., Kovařík A. Trans-generation inheritance of methylation patterns in a tobacco transgene following a post-transcriptional silencing event. Plant J. 2008;54(6):1049-1062. DOI: 10.1111/j.1365-313X. 2008.03475.x

Ma C., Mitra A. Intrinsic direct repeats generate consistent post-transcriptional gene silencing in tobacco. Plant J. 2002;31:37-49.

Mari-Ordonez A., Marchais A., Etcheverry M., Martin A., Colot V., Voinnet O. Reconstructing de novo silencing of an active plant retrotransposon. Nat. Genet. 2013;45:1029-1039. DOI: 10.1038/ng.2703

Matzke A.J.M., Neuhuber F., Park Y.-D., Ambros P.F., Matzke M.A. Homology-dependent gene silencing in transgenic plants: epistatic silencing loci contain multiple copies of methylated transgenes. Mol. Gen. Genet. 1994;244:219-229.

Matzke M.A., Mosher R.A. RNA-directed DNA methylation: an epigenetic pathway of increasing complexity. Nat. Rev. Genet. 2014;15:394-408. DOI: 10.1038/nrg3683

Mette M.F., Aufsatz W., van der Winden J., Matzke M.A., Matzke A.J.M. Transcriptional silencing and promoter methylation triggered by double-stranded RNA. EMBO J. 2000;19:5194-5201.

Meyer P. Transgenes and their contributions to epigenetic research. Int. J. Dev. Biol. 2013;57:509-515. DOI: 10.1387/ijdb.120254pm

Mosher R.A., Schwach F., Studholme D., Baulcombe D.C. Pol IVb influences RNA-directed DNA methylation independently of its role in siRNA biogenesis. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2008;105: 3150. DOI: 10.1073/pnas.0709632105

Mourrain P., van Blokland R., Kooter J.M., Vaucheret H. A single transgene locus triggers both transcriptional and post-transcriptional silencing through double-stranded RNA production. Planta. 2007;225:365-379.

Napoli C., Lemieux C., Jorgensen R. Introduction of a chimeric chalcone synthase gene into petunia results in reversible co-suppression of homologous genes in trans. Plant Cell. 1990;2:279-289.

Nuthikattu S., McCue A.D., Panda K., Fultz D., De Fraia C., Thomas E.N., Slotkin R.K. The initiation of epigenetic silencing of active transposable elements is triggered by RDR6 and 21-22 nucleotide small interfering RNAs. Plant Physiol. 2013;162:116-1131. DOI: 10.1104/pp.113.216481

Park Y.-D., Papp I., Moscone E.A., Iglesias V.A., Vaucheret H., Matzke A.J.M. Gene silencing mediated by promoter homology occurs at the level of transcription and results in meiotically heritable alterations in methylation and gene activity. Plant J. 1996;9:183-194.

Penterman J., Uzawa R., Fischer R.L. Genetic interactions between DNA demethylation and methylation in Arabidopsis. Plant Physiol. 2007;145:1549-1557.

Pontier D., Picart C., Roudier F., Garcia D., Lahmy S., Azevedo J., Alart E., Laudié M., Karlowski W.M., Cooke R., Colot V., Voinnet O., Lagrange T. NERD, a plant-specific GW protein, defines an additional RNAi-dependent chromatin-based pathway in Arabidopsis. Mol. Cell. 2012;48:121-132. DOI: 10.1016/j.molcel.2012.07.027

Pooggin M. How can plant DNA viruses evade siRNA-directed DNA methylation and silencing? Int. J. Mol. Sci. 2013;14:15233-15259. DOI: 10.3390/ijms140815233

Sallaud C., Meynard D., van Boxtel J., Gay C., Bès M., Brizard J.P., Larmande P., Ortega D., Raynal M., Portefaix M., Ouwerkerk P.B., Rueb S., Delseny M., Guiderdoni E. Highly efficient production and characterization of T-DNA plants for rice (Oryza sativa L.) functional genomics. Theor. Appl. Genet. 2003;106:1396-1408.

Smith L.M., Pontes O., Searle I., Yelina N., Yousafzai F.K., Herr A.J., Pikaard C.S., Baulcombe D.C. An SNF2 protein associated with nuclear RNA silencing and the spread of a silencing signal between cells in Arabidopsis. Plant Cell. 2007;19:1507-1521.

Vaucheret H. Post-transcriptional small RNA pathways in plants: mechanisms and regulations. Genes Dev. 2006;20:759-771.

Vaucheret H. Promoter-dependent trans-inactivation in transgenic tobacco plants: kinetic aspects of gene silencing and gene reactivation. C.R. Acad. Sci. Paris. 1994;316:310-323.

Velásquez A.C., Chakravarthy S., Martin G.B. Virus-induced gene silencing (VIGS) in Nicotiana benthamiana and tomato. Vis Exp. 2009;28:pii: 1292. DOI: 10.3791/1292

Wan L.C., Wang F., Guo X., Lu S., Qiu Z., Zhao Y., Zhang H., Lin J. Identification and characterization of small non-coding RNAs from Chinese fir by high throughput sequencing. BMC Plant Biology. 2012;12:146. DOI: 10.1186/1471-2229-12-146

Wassenegger M., Heimes S., Riedel L., Sanger H. RNA-directed de novo methylation of genomic sequences in plants. Cell. 1994;76: 567-576.

Wierzbicki A.T., Cocklin R., Mayampurath A., Lister R., Rowley M.J., Gregory B.D., Ecker J.R., Tang H., Pikaard C.S. Spatial and functional relationships among Pol V-associated loci, Pol IV-dependent siRNAs, and cytosine methylation in the Arabidopsis epigenome. Genes Dev. 2012;26:1825-1836. DOI: 10.1101/gad.197772.112

Wu L., Zhou H., Zhang Q., Zhang J., Ni F., Liu C., Qi Y. DNA methylation mediated by a microRNA pathway. Mol. Cell. 2010;38:465-475. DOI: 10.1016/j.molcel.2010.03.008

Yang Z., Ebright W.U., Yu B., Chen X. HEN1 recognizes 21–24 nt small RNA duplexes and deposits a methyl group onto the 2′ OH of the 3′ terminal nucleotide. Nucl. Acids Res. 2006;34:667-675.

You W., Lorkovic Z.J., Matzke A.J., Matzke M. Interplay among RNA polymerases II, IV and V in RNA-directed DNA methylation at a low copy transgene locus in Arabidopsis thaliana. Plant Mol. Biol. 2013;82:85-96. DOI: 10.1007/s11103-013-0041-4

Zhang H., Tang K., Qian W., Duan C.G., Wang B., Zhang H., Wang P., Zhu X., Lang Z., Yang Y., Zhu J.K. An Rrp6-like protein positively regulates noncoding RNA levels and DNA methylation in Arabidopsis. Mol. Cell. 2014;54:418-430. DOI: 10.1016/j.molcel.2014.03.019

Zhong X., Hale C.J., Law J.A., Johnson L.M., Feng S., Tu A., Jacobsen S.E. DDR complex facilitates global association of RNA polymerase V to promoters and evolutionarily young transposons. Nat. Struct. Mol. Biol. 2012;19:870-875. DOI: 10.1038/nsmb.2354

Zhu Y., Rowley M.J., Bohmdorfer G., Wierzbicki A.T.A. SWI/SNF chromatin-remodeling complex acts in noncoding RNA-mediated transcriptional silencing. Mol. Cell. 2013;49:298-309. DOI: 10.1016/j.molcel.2012.11.011

The authors declare that there are no conflicts of interest present.