ИЗМЕНЧИВОСТЬ НУКЛЕОТИДНОЙ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТИ МИТОХОНДРИАЛЬНОГО ГЕНА СУБЪЕДИНИЦЫ I ЦИТОХРОМОКСИДАЗЫ С У ВИДОВ РОДОВ AEDES И OCHLEROTATUS (DIPTERA: CULICIDAE)

Анализировали возможность использования взятого за стандарт при баркодинге фрагмента ДНК митохондриального гена субъединицы I цитохромоксидазы C для видовой идентификации 15 видов комаров родов Aedes и Ochlerotatus (Diptera: Culicidae), собранных в Томской и Кемеровской областях, и 14 видов комаров, нуклеотидные последовательности которых были получены из базы данных GenBank. Различия между особями одного вида в среднем составили 0,6 % (значения от 0 до 1,6 %), между видами в пределах одного рода –7,8 % (0,7–3,1 %), между видами разных родов –14,2 % (9,7–7,6 %). Для четырех пар видов (3,7 %) выявленные различия оказались меньше 2 %, т. е. не превысили порог межвидовых различий, принятый в системе штрихкодирования. В то же время для Och. euedes и Ae. vexans выявлена значительная внутривидовая изменчивость, соответственно 1,6 % и 1,4 %, которая, однако, не превышает пороговые значения, принятые для внутривидовой дивергенции.

1. Бачевская Л.Т., Переверзева В.В. Внутривидовой полиморфизм фрагмента гена цитохрома b митохондриальной ДНК кеты (Oncorhynchus keta Walbaum) из рек восточной Камчатки и северного побережья Охотского моря // Информ. вестник ВОГиС. 2010. Т. 14. № 3. С. 537–545.

2. Воронова Н.В., Курченко В.П., Буга С.В. Подбор молекулярно-генетических маркеров для видовой диагностики тлей и построения филогенетических систем // Тр. Белорус. гос. ун-та. Сер. Физиологические, биохимические и молекулярные основы функционирования биосистем. 2011. Т. 6. Ч. 1. С. 181–192.

3. Горностаева Р.М. Список комаров (сем. Culicidae) европейской части России // Паразитология. 2000. Т. 34. Вып. 5. С. 428–434.

4. Горностаева Р.М. К ревизии комаров подрода Aedes (Diptera: Culicidae) Палеарктики // Паразитология. 2005. Т. 39. Вып. 6. С. 457–507.

5. Гуцевич А.В., Дубицкий А.М. Новые виды комаров фауны Советского Союза // Паразитол. Сб. 1981. T. 30. C. 97–165.

6. Гуцевич А.И., Мончадский А.С., Штакельберг А.А. Комары семейства Culicidae // Фауна СССР. Насекомые двукрылые. Л.: Наука, 1970. Т. 3. Вып. 4. 384 c.

7. Долбешкин Б.И., Горицкая В.В., Митрофанова Ю.Г. Описание нового вида рода Aedes (in sp.) из Восточной Европы // Паразитол. Сб. Зоол. музея АН СССР. 1930. Т. 1. С. 253–260.

8. Полуконова Н.В., Дёмин А.Г., Мюге Н.С., Шайкевич Е.В. Сравнение Chironomus usenicus и Ch. curabilis с видами группы plumosus (Diptera) по гену митохондриальной ДНК COI и рисунку дисков политенных хромосом // Генетика. 2009. Т. 45. № 8. С. 1029–1035.

9. Удалов М.Б., Беньковская Г.В. Популяционная генетика колорадского жука: от генотипа до фенотипа // Вавилов. журн. генет. и селекции. 2011. Т. 15. № 1. С. 156–172.

10. Храброва Н.В., Сибатаев А.К., Стегний В.Н. Молекулярно-генетические маркеры для идентификации представителей комплекса Culex pipiens (Diptera: Culicidae) // Матер. I Всерос. совещ. по кровососущим насекомым. СПб.: ЗИН РАН, 2006. С. 211–213.

11. Alquezar D.E., Hemmerter S., Cooper R.D., Beebe N.W. Incomplete concerted evolution and reproductive isolation at the rDNA locus uncovers nine cryptic species within Anopheles longirostris from Papua New Guinea // BMC Evol. Biol. 2010. 10:392. doi:10.1186/1471-2148-10-392.

12. Bandelt H.-J., Forster P., Röhl A. Median-Joining Networks for Inferring Intraspecifi c Phylogenies // Mol. Biol. Evol. 1999. V. 16. No. 1. P. 37–48.

13. Beebe N.W., Maung J., van den Hurk A.F. et al. Ribosomal DNA spacer genotypes of the Anopheles bancroftii group (Diptera: Culicidae) from Australia and Papua New Guinea // Insect Mol. Biol. 2001. V. 10. No. 5. P. 407–413.

14. Cooper R.D., Waterson D.G.E., Frances S.P. et al. Speciation and distribution of the members of the Anopheles punctulatus (Diptera: Culicidae) group in Papua New Guinea // J. Med. Entomol. 2002. V. 39. P. 16–27.

15. Cywinska A., Hunter F.F., Hebert P.D.N. Identifying Canadian mosquito species through DNA barcodes // Med. Vet. Entomol. 2006. V. 20. P. 413–424.

16. Edwards F.W. Genera Insectorum. Diptera, Family Culicidae. Fascicle 194. Brussels: Desmet-Verteneuil, 1932.

17. Folmer M., Black W., Hoeh R. et al. DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates // Mol. Marine Biol. Biotechnol. 1994. V. 3. No. 5. P. 294–299.

18. Gibson C.M., Kao R.H., Blevins K.K., Travers P.D. Integrative taxonomy for continental-scale terrestrial insect observations // PLoS ONE. 2012. V. 7. No. 5. e37528. doi:10.1371/journal.pone.0037528.

19. Gornostaeva R.M. The status taxa of subgenus Aedes (Diptera: Culicidae: Aedes): Ae. cinereus Meigen, 1818, Ae. esoensis Yamada, 1921, Ae. rossicus Dolbeshkin, Gorickaja, and Mitrofanova, 1930, Ae. geminus Peus, 1970. I. Overwiew // Eur. Mosq. Bull. 2003. No. 15. P. 22–26.

20. Gornostaeva R.M. The status taxa of subgenus Aedes (Diptera: Culicidae: Aedes): Ae. cinereus Meigen, 1818, Ae. esoensis Yamada, 1921, Ae. rossicus Dolbeshkin, Gorickaja, and Mitrofanova, 1930, Ae. geminus Peus, 1970. II. Illustrations // Eur. Mosq. Bull. 2004. No. 18. P. 20–30.

21. Goswami G., Raghavendra K., Nanda N. et al. PCR-RFLP of mitochondrial cytochrome oxidase subunit II and ITS2 of ribosomal DNA: markers for the identifi cation of members of the Anopheles culicifacies complex (Diptera: Culicidae) // Acta Tropica. 2005. V. 95. P. 92–99.

22. Harbach R.E., Kitching I.J. Phylogeny and classifi cation of the Culicidae (Diptera) // Syst. Entomol. 1998. V. 23. P. 327–370.

23. Hebert P.D.N., Cywinska A., Ball S., deWaard J.R. Biological identifi cations through DNA barcodes // Proc. Roy. Soc. Lond. 2003a. Series B. V. 270. P. 313–321.

24. Hebert P.D.N., Ratnasingham S., deWaard J.R. Barcoding animal life: CO1 divergences among closely allied species // Proc. Roy. Soc. Lond. 2003b. Series B. V. 270. P. 596–599.

25. Hebert P.D.N., Stoeckle M.Y., Zemlak T.S., Francis C.M. Identifi cation of birds through DNA barcodes // Public Library Sci. Biol. 2004. V. 2. P. 1657–1663.

26. Higgins D.G., Thompson J.D., Gibson T.J. Using CLUSTAL for multiple sequence alignments // Methods Enzymol. 1996. V. 266. P. 383–402.

27. Kampen H. Integration of Anopheles beklemishevi (Diptera: Culicidae) in a PCR assay diagnostic for palaearctic Anopheles maculipennis sibling species // Parasitol. Res. 2005. V. 97. P. 113–117.

28. Kent R.J., West A.J., Norris D.E. Molecular differentiation of colonized human malaria vectors by 28S ribosomal DNA polymorphism // Amer. J. of Tropical Medicine and Hygiene. 2004. V. 71. P. 514–517.

29. Kimura M. A simple method for estimating evolutionary rate of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evol. 1980. V. 16. P. 111–120.

30. Knight K.L., Stone A. A catalog of the mosquitoes of the world (Diptera: Culicidae). 2nd ed. The Thomas Say Foundation. 1977. V. 6. P. 70–72.

31. Krzywinski J., Besansky N.J. Molecular systematics of Anopheles: from subgenera to subpopulations // Annu. Rev. Entomol. 2003. V. 48. P. 111–139.

32. Kumar N.P., Rajavel A. R., Natarajan R., Jambulingam P. // J. Med. Entomol. 2007. V. 44(1). P. 1–7.

33. Laboudi M., Faraj Ch., Sadak A. DNA barcodes confi rm the presence of a single member of the Anopheles maculipennis group in Morocco and Algeria: An. sicaultiis conspecifi c with An. labranchiae // Acta Tropica. 2011. V. 118. P. 6–13.

34. Marrelli M.T., Floeter-Winter L.M., Malafronte R.S. et al. Amazonian malaria vector anopheline relationships interpreted from ITS2 rDNA sequences // Med. Vet. Entomol. 2005. V. 19. P. 208–218.

35. Michel A.P., Guelbeogo W.M., Grushko O. et al. Molecular differentiation between chromosomally defi ned incipient species of Anopheles funestus // Insect Mol. Biol. 2005. V. 14. No. 4. P. 375–387.

36. Smith J.L., Fonseca D.M. Rapid assays for identifi cation of members of the Culex (Culex) pipiens complex, their hybrids, and other sibling species (Diptera: Culicidae) // Am. J. Tropical Med. Hygiene. 2004. V. 70. P. 339–345.

37. Tamura K., Peterson D., Peterson N. et al. MEGA5: Molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary distance, and maximum parsimony methods // Mol. Biol. Evol. 2011. V. 28. No. 10. P. 2731–2739.

38. Thelwell N.J., Huisman R.A., Harbach R.E. et al. Evidence for mitochondrial introgression between Anopheles bwambae and Anopheles gambiae // Insect Mol. Biol. 2000. V. 9. No. 2. P. 203–210.

39. Van Bortel W., Trung H.D., Manh N.D. et al. Identifi cation of two species within the Anopheles minimus complex in northern Vietnam and their behavioural divergences // Tropical Med. Intern. Health. 1999. V. 4. P. 257–265.

40. Wang G., Li C., Guo X. et al. Identifying the main mosquito species in China based on DNA barcoding // PLoS ONE. 2012. V. 7. No. 10. e47051.doi:10.1371/journal. pone.0047051

41. Ward R.A. Second supplement to a catalog of the mosquitoes of the world (Diptera: Culicidae) // Mosq. Syst. 1984. V. 16. No. 3. 233 p.

42. Zavortink T.J. Classical taxonomy of mosquitoes – a memorial to John N. Belkin // J. Am. Mosquito Control Assoc. 1990. V. 6. P. 593–599.