Криоконсервация эпидидимального семени домашнего кота

Домашний кот (Felis silvestris catus) используется в качестве модельного объекта для разработки эффективных методов криоконсервирования семени исчезающих видов кошачьих. В исследовании представлено сравнение двух коммерчески доступных криопротекторных смесей CaniPlus Freeze (CPF) и SpermFreeze (SF), используемых для криоконсервации семени домашнего кота (Felis silvestris catus). Семя получали из каудальных эпидидимисов взрослых самцов и замораживали с помощью CPF либо SF. Жизнеспособность замороженно-оттаянных сперматозоидов оценивали методом VitalScreen; морфологический анализ семени проводили с использованием окраски гематоксилином и эозином; в обоих случаях окраску сочетали со световой микроскопией. Доля живых сперматозоидов после замораживания с применением CPF и SF достоверно не различалась: 32.3±4.4 % для CPF и 43.3±4.0 % для SF. Доля морфологически нормальных сперматозоидов после процедур замораживания–оттаивания семени домашнего кота составила 26.0±2.3 % для CPF и 23.9±1.9 % для SF. В обоих случаях не было достоверных отличий по этому показателю от интактного (не подвергавшегося замораживанию) семени, в этой группе доля сперматозоидов с нормальной морфологией составила 29.0±4.1 %. Наиболее частыми были аномалии хвоста, а также комбинированные аномалии; наиболее редкими – аномалии головки. Доля сперматозоидов с аномалиями головки, шейки, хвоста, комбинированных не различалась при сравнении каждой из трех групп между собой по названным категориям. Результаты данной работы свидетельствуют о том, что обе криопротекторные смеси могут быть использованы для замораживания семени домашнего кота, несмотря на то, что CPF создавали для замораживания семени псовых, а SF – для замораживания семени человека (до сих пор эту криопротекторную смесь использовали исключительно в репродуктивной медицине). Можно заключить, что метод криоконсервации семени кошачьих с использованием каждой из этих двух коммерчески доступных криопротекторных смесей применим для криоархивирования существующих пород домашних кошек.

1. Agca Y. Genome resource banking of biomedically important laboratory animals. Theriogenology. 2012;78:1653-1665. DOI 10.1016/j. theriogenology.2012.08.012.

2. Amstislavsky S., Lindeberg H., Luvoni G.C. Reproductive technologies relevant to the genome resource bank in Carnivora. Reprod. Domest. Anim. 2012;47:164-175. DOI 10.1111/j.1439-0531.2011.01886.x.

3. Amstislavskiy S.Y., Brusentsev E.Y., Okotrub K.A., Rozhkova I.N. Embryo and gamete cryopreservation for the conservation of laboratory animal genetic resources. Ontogenez = Ontogenesis. 2015;46(2):67-81. DOI 10.7868/S0475145015020020. (in Russian)

4. Amstislavskiy S.Y., Kizilova E.A., Brusentsev E.Y., Abramova T.O., Naprimerov V.A. Cryopreservation of epididymal semen in Djungarian (Phodopus sungorus, Cricetinae) and Campbell’s (Phodopus campbelli) hamsters. Zoologicheskiy zhurnal = Zoological Journal. 2016;95(5):604-613. DOI 10.7868/S0044513416050044. (in Russian)

5. Amstislavskiy S.Y., Kozhevnikova V.V., Muzika V.V., Kizilova E.A. Reproductive biology and a genome resource bank of Felidae. Ontogenez = Ontogenesis. 2017;48(2):93-106. DOI 10.7868/ S0475145017020021. (in Russian)

6. Bandularatne E., Bongso A. Evaluation of human sperm function after repeated freezing and thawing. J. Androl. 2002;23:242-249. DOI 10.1002/j.1939-4640.2002.tb02621.x.

7. Blom E. A one-minute live-dead sperm stain by means of eosinnigrosin. Fertil. Steril. 1950;1:176-177.

8. Buranaamnuay K. Determination of appropriate cryopreservation protocols for epididymal cat spermatozoa. Reprod. Domest. Anim. 2015; 50:378-385. DOI 10.1111/rda.12496.

9. Comizzoli P., Crosier A.E., Songsasen N., Szykman Gunther M., Howard J.G., Wildt D.E. Advances in reproductive science for wild carnivore conservation. Reprod. Domest. Anim. 2009;44:47-52. DOI 10.1111/j.1439-0531.2009.01373.x.

10. Contri A., Zambelli D., Faustini M., Cunto M., Gloria A., Carluccio A. Artificial neural networks for the definition of kinetic subpopulations in electroejaculated and epididymal spermatozoa in the do mestic cat. Reproduction. 2012;144:339-347. DOI 10.1530/REP-12-0125.

11. Driscoll C.A., Clutton-Brock J., Kitchener A.C., O’Brien S.J. The taming of the cat. Genetic and archaeological findings hint that wildcats became housecats earlier – and in a different place – than previously thought. Sci. Am. 2009;300:68-75. DOI 10.1038/scientificamerican 0609-68.

12. Fickel J., Wagener A., Ludwig A. Semen cryopreservation and the conservation of endangered species. Eur. J. Wildl. Res. 2007;53(2):81-89. DOI 10.1007/s10344-007-0089-z.

13. Gomes-Alves S., Alvarez M., Nicolas M., Lopez-Uruena E., Martinez-Rodriguez C., Borragan S., de Paz P., Anel L. Use of commercial extenders and alternatives to prevent sperm agglutination for cryopreservation of brown bear semen. Theriogenology. 2014;82:469-474. DOI 10.1016/j.theriogenology.2014.05.015.

14. Hidalgo M., Portero J.M., Demyda-Peyras S., Ortiz I., Dorado J. Cryopreservation of canine semen after cold storage in a Neopor box: effect of extender, centrifugation and storage time. Vet. Rec. 2014; 175:20. DOI 10.1136/vr.102010.

15. Jewgenow K., Braun B.C., Dehnhard M., Zahmel J., Goeritz F. Research on reproduction is essential for captive breeding of endangered carnivore species. Reprod. Domest. Anim. 2017;2:18-23. DOI 10.1111/rda.12836.

16. Johnson S.D., Root Kustritz M.V., Olson P.N.S. Canine and Feline Theriogenology. Philadelphia: Saunders Comp., 2001;592. Johnson W.E., Eizirik E., Pecon-Slattery J., Murphy W.J., Antunes A., Teeling E., O’Brien S.J. The late Miocene radiation of modern Felidae: a genetic assessment. Science. 2006;311(5757):73-77. DOI 10.1126/science.1122277.

17. Kunkitti P., Axner E., Bergqvist A.S., Sjunnesson Y. In vitro fertilization using frozen-thawed feline epididymal spermatozoa from corpus and cauda regions. Theriogenology. 2016;86:1403-1408. DOI 10.1016/j. theriogenology.2016.04.085.

18. Luvoni G.C. Gamete cryopreservation in the domestic cat. Theriogeno-logy. 2006;66:101-111. DOI 10.1016/j.theriogenology.2006.03.012.

19. O’Brien S.J., Johnson W., Driscoll C., Pontius J., Pecon-Slattery J., Menotti-Raymond M. State of cat genomics. Trends Genet. 2008; 24(6):268-279. DOI 10.1016/j.tig.2008.03.004.

20. Prochowska S., Nizanski W., Partyka A. Comparative analysis of in vitro characteristics of fresh and frozen-thawed urethral and epididymal spermatozoa from cats (Felis domesticus). Theriogenology. 2016;86:2063-2072. DOI 10.1016/j.theriogenology.2016.07.002.

21. Rijsselaere T., Van Soom A. Semen collection, assessment and artificial insemination in the cat. Vlaams Diergeneeskundig Tijdschrift. 2010; 79:467-470.

22. Tsutsui T. Artificial insemination in domestic cats (Felis catus). Theriogenology. 2006;66:122-125. DOI 10.1016/j. theriogenology.2006. 03.015.

23. Wildt D.E., Monfort S.L., Donoghue A.M., Johnston L.A., Howard

24. J.G. Embryogenesis in conservation biology – or, how to make an endangered species embryo. Theriogenology. 1992;37:161-184. DOI http://dx.doi.org/10.1016/0093-691X(92)90253-N.

25. Zambelli D., Bergonzoni M.L., De Fanti C., Carluccio A. Sperm morphology evaluation techniques in the cat, rabbit and dog. Vet. Proceedings. 1993;47:279-283.

26. Zambelli D., Caneppele B., Castagnetti C., Belluzzi S. Cryopreservation of cat semen in straws: comparison of five different freezing rates. Reprod. Domest. Anim. 2002;37:310-313. DOI 10.1046/j. 1439-0531.2002.00365.x.