Таксономическая оценка видов рода Oxytropis из Юго-Восточного Казахстана

Род Oxytropis DC. является одним из крупнейших родов семейства Fabaceae. Большинство видов растений, принадлежащих к данному роду, имеют важное лекарственное значение. В настоящее время ботаническая систематика рода затруднена в связи с наличием множества подродов и секций. Также в литературе отсутствуют данные о филогенетических взаимосвязях видов Oxytropis из Центральной Азии. В связи с этим целью настоящего исследования было уточнение таксономических взаимоотношений двух видов Oxytropis из Юго-Восточного Казахстана – O. almaatensis Bajt. и O. glabra DC. Осуществлены филогенетический анализ и оценка сети гаплотипов, базирующиеся на полиморфных последовательностях ITS (internal transcribed spacers), ДНК-маркера ядерного генома. Растительный материал O. almaatensis состоял из двух популяций, собранных в двух соседних ущельях Заилийского Алатау, растительный материал O. glabra был получен из гербарного образца кафедры биоразнообразия и биоресурсов Казахского национального университета имени аль-Фараби. Полученные полиморфные нуклеотидные последовательности ITS были использованы для анализа филогенетических взаимоотношений и сети гаплотипов с помощью методов Neighbor Joining (NJ) и Median Joining (MJ) соответственно. Последовательности ITS O. almaatensis и O. glabra сравнивали с последовательностями 29 образцов Oxytropis, полученными из базы данных GenBank (NCBI). Длина ITS составила 601 п.о., из них 33 (или 5.6 %) нуклеотида оказались полиморфными, что позволило использовать их в изучении генетического родства видов Oxytropis. В целом построенная сеть гаплотипов MJ позволила выявить высокую степень совпадения с филогенетическим древом NJ. Кроме того, применение MJ сети гаплотипов дало возможность получить ценные дополнительные данные для уточнения таксономических отношений между видами, вовлеченными в анализ. В этом исследовании филогенетическое древо и сеть гаплотипов, построенные на основе вариабельности последовательностей ITS, подтвердили монофилетическое происхождение рода. Построенная сеть гаплотипов позволила предположить, что O. glabra является высоковариабельным видом, который, возможно, играл важную роль в эволюционном процессе рода в Центральной Азии. Исследование внесло дополнительный вклад в изучение молекулярной таксономии рода Oxytropis.

Oxytropis, Oxytropis almaatensis, Oxytropis glabra, ДНК-баркодирование, сеть гаплотипов

1. Abdulina S.A. Endemic species of the genus Oxytropis DC. in Northern Tien Shan. Bull. Acad. Sci. Kazakh SSR. 1978:66-71. Adams R.P., Turuspekov Y. Taxonomic reassessment of some Central Asian and Himalayan scale-leaved taxa of Juniperus (Cupressaceae) supported by random amplification of polymorphic DNA. Taxon. 1998;47:75-84.

2. Archambault A., Strömvik M.V. Evolutionary relationships in Oxytropis species, as estimated from the nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) sequences point to multiple expansions into the Arctic. Botany. 2012;90:770-779. DOI 10.1139/b2012-023.

3. Artyukova E.V., Kozyrenko M.M. Phylogenetic relationships of Oxytropis chankaensis Jurtz. and Oxytropis oxyphylla (Pall.) DC. (Fabaceae) inferred from the data of sequencing of the ITS region of the nuclear ribosomal DNA operon and intergenic spacers of the chloroplast genome. Genetika. 2012;48:186-193. DOI 10.1134/ S1022795411110032.

4. Baitenov M.S. Oxytropis almaatensis Bajt. sp. nova. Flora Kazahstana. T. V. [Flora of Kazakhstan. Vol. V]. Ed. N.V. Pavlov. Alma-Ata: Akademija Nauk Kazakhskoy SSR, 1961;330-410. (in Russian)

5. Bandelt H.J., Forster P., Röhl A. Median-joining networks for inferring intraspecific phylogenies. Mol. Biol. Evol. 1999;16(1):37-48.

6. Doyle J.J., Doyle J.L. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochem. Bull. 1987;19:11-15.

7. Gao L., Lu P., Jin F., Enhebayaer E., Gao J. TrnL-F sequences analysis and molecular phylogeny of 10 species of Oxytropis. Acta Botanica Boreali-Occidentalia Sinica. 2013;2:266-271.

8. Genievskaya Y., Abugalieva S., Zhubanysheva A., Turuspekov Y. Morphological description and DNA barcoding study of sand rice (Agriophyllum squarrosum, Chenopodiaceae) collected in Kazakhstan. BMC Plant Biology. 2017;17(Suppl.1):177. DOI 10.1186/ s12870-017-1132-1

9. Grubov V.I. Plants of Central Asia – Plant Collection from China and Mongolia. Vol. 8b. Legumes, Genus Oxytropis. Enfield Taylor & Francis, 2003. Grudzinskaya L.M., Gemedzhieva N.G., Nelina N.V., Karzhaubekova J.J. Annotirovannyj spisok lekarstvennyh rastenij Kazahstana: Spravochnoe izdanie [Annotated checklist of medicinal plants in Kazakhstan: a reference book]. Almaty, 2014. (in Russian)

10. Jorgensen J.L., Stehlik I., Brochmann C., Conti E. Implications of ITS sequences and RAPD markers for the taxonomy and biogeography of the Oxytropis campestris and O. arctica (Fabaceae) complexes in Alaska. Am. J. Bot. 2003;90(10):1470-1480. DOI 10.3732/ajb.90. 10.1470.

11. Kholina A.B., Kozyrenko M.M., Artyukova E.V., Sandanov D.V., Andrianova E.A. Phylogenetic relationships of the species of Oxytropis DC. subg. Oxytropis and Phacoxytropis (Fabaceae) from Asian Russia inferred from the nucleotide sequence analysis of the intergenic spacers of the chloroplast genome. Russ. J. Genet. 2016;52(8):780- 793. DOI 10.1134/S1022795416060065.

12. Kholina A., Kozyrenko M., Artyukova E., Sandanov D., Selyutina I., Chimitov D. Plastid DNA variation of the endemic species Oxytropis glandulosa Turcz. (Fabaceae). Turkish J. Bot. 2017;42(1):38-50. DOI 10.3906/bot-1706-11.

13. Leigh J.W., Bryant D. PopART full-feature software for haplotype network construction. Methods Ecol. Evol. 2015;6(9):1110-1116. DOI 10.1111/2041-210X.12410.

14. Li X., Yang Y., Henry R.J., Rossetto M., Wang Y., Chen S. Plant DNA barcoding from gene to genome. Biol. Rev. 2015;90:157-166. DOI 10.1111/brv.12104.

15. Librado P., Rozas J. DnaSP v5 a software for comprehensive analysis of DNA polymorphism data. Bioinformatics. 2009;25(11):1451- 1452.

16. Lu P., Gao L., Jin F., Enhebayaer E. Molecular phylogeny of 10 species of Oxytropis based on psbA-trnH sequences. Acta Bot. Yunnanica. 2014;3:279-284. DOI 10.1093/bioinformatics/btp187. DOI 10.7677/ynzwyj201413135.

17. Malyshev L. Diversity of the genus Oxytropis in Asian Russia. Turczaninowia. 2008a;11(4):5-141. Malyshev L.I. Phenetics of the subgenera and sections in the genus Oxytropis DC. (Fabaceae) bearing on ecology and phylogeny. Contemp. Probl. Ecol. 2008b;1(4):440-444. DOI 10.1134/ S1995425508040073.

18. National Center for Biotechnology Information. U.S. National Library of Medicine, Rockville Pike, 1988. https //www.ncbi.nlm.nih.gov. Accessed 2 August 2017. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method. A new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol. Biol. Evol. 1987;4:406-425.

19. Tamura K., Stecher G., Peterson D., Filipski A., Kumar S. MEGA6 Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 6.0. Mol. Biol. Evol. 2013;30(12):2725-2729. DOI 10.1093/molbev/mst197.

20. Techen N., Parveen I., Pan Z., Khan I. DNA barcoding of medicinal plant material for identification. Curr. Opin. Biotechnol. 2014;25:103- 110. DOI 10.1016/j.copbio.2013.09.010.

21. Tekpinar A., Erkul S.K., Aytac Z., Kaya Z. Phylogenetic relationships among native Oxytropis species in Turkey using the trnL intron, trnL-F IGS, and trnV intron cpDNA regions. Turkish J. Bot. 2016; 40(5):472-479. DOI 10.3906/bot-1506-45.

22. The Red Book of the Republic of Kazakhstan. Almaty: ArtPrint XXI, 2014. Turuspekov Y., Abugalieva S. Plant DNA barcoding project in Kazakhstan. Genome. 2015;58(5):290.

23. Turuspekov Y., Abugalieva S., Ermekbayev K., Sato K. Genetic characterization of wild barley populations (Hordeum vulgare ssp. spontaneum) from Kazakhstan based on genome wide SNP analysis. Breed. Sci. 2014;64(4):399-403. DOI 10.1270/jsbbs.64.399.

24. Turuspekov Y., Adams R.P., Kearney C.M. Genetic diversity in three perennial grasses from the Semipalatinsk nuclear testing region of Kazakhstan after long-term radiation exposure. Biochem. Syst. Ecol. 2002;30(9):809-817. DOI 10.1016/S0305-1978(02)00021-2.

25. White T.J., Bruns T., Lee S., Taylor J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. PCR Protocols: a Guide to Methods and Applications. 1990;18(1): 315-322.