ХАРАКТЕРИСТИКА ИЗМЕНЕНИЯ КОЛИЧЕСТВА УМЕРЕННЫХ ПОВТОРОВ В ГЕНОМЕ КЛЕТОК КОСТНОГО МОЗГА ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ МЫШЕЙ НА ФОНЕ ИНЪЕКЦИИ ЦИКЛОФОСФАНА И ЭКЗОГЕННОЙ ДНК ЧЕЛОВЕКА

Инъекции экзогенной ДНК в определенный промежуток времени после введения цитостатика циклофосфана (ЦФ) приводят к заболеванию и гибели экспериментальных мышей (Долгова и др., 2011). В ходе проведенных исследований установлено, что экзогенная ДНК активно проникает во внутренние компартменты клеток костного мозга (ККМ), где подвергается процессингу (Долгова и др., 2012). При этом именно ККМ в первую очередь подвержены деструктивному воздействию синергичного влияния двух препаратов (Долгова и др., 2013).

В настоящем исследовании показано, что количество умеренных повторов генома мононуклеаров костного мозга мышей, подверженных воздействию цитостатика ЦФ, достоверно ниже, чем у необработанных животных. Указанный феномен фиксируется в промежуток времени 18–4 ч после инъекции ЦФ, когда остановлена репликация, в момент конечной фазы репарации двуцепочечных разрывов (ДЦР), существующих как промежуточный интермедиат репарации межцепочечных сшивок (МЦС). При инъекциях экзогенной ДНК в промежуток времени 18–0 ч после предобработки ЦФ количество умеренных повторов сохраняется на исходном уровне. Совокупность полученных фактов предполагает, что фрагменты экзогенной ДНК принимают участие в процессе репарации ДЦР таким образом, что нарушается корректный ход репаративного процесса.

1. Бутовская П.Р., Павлова Г.В., Мартиросян И.А. и др. Соматический мозаицизм у мышей, выявляемый методом RAPD-PCR // Молекуляр. генет., микробиол. и вирусология. 2009. № 1. С. 3–7.

2. Долгова Е.В., Николин В.П., Попова Н.А. и др. Интернализация экзогенной ДНК во внутренние компартменты клеток костного мозга мышей // Вавилов. журн. генет. и селекции. 2012. Т. 16. № 2. С. 397–414.

3. Долгова Е.В., Николин В.П., Попова Н.А. и др. Патологические изменения, возникающие в организме мышей, обработанных сочетанием циклофосфана и экзогенной ДНК // Вавилов. журн. генет. и селекции. 2013. Т. 17. № 1. С. 129–146.

4. Долгова Е.В., Проскурина А.С., Николин В.П. и др. Характеристика временных параметров проявления эффекта токсического действия инъекций экзогенной ДНК на фоне предобработки цитостатиком циклофосфаном // Вавилов. журн. генет. и селекции. 2011. Т. 15. № 4. С. 674–689.

5. Кимиссаренко С.В., Лукинов Д.И., Черепенко Е.И. Биосинтез различных классов последовательностей ядерной ДНК при пролиферации клеток мышиной плазмоцитомы MOPC-21 // Биополимеры и клетка. 1986. Т. 2. № 4. С. 220–23.

6. Лихачева А.С., Рогачев В.А., Николин В.П. и др. Участие экзогенной ДНК в молекулярных процессах, протекающих в соматической клетке // Вестник ВОГиС. 2008. Т. 12. № 3. С. 426–473.

7. Маниатис Е., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование: Пер. с англ. М.: Мир, 1984. 480 с.

8. Николин В.П., Попова Н.А., Себелева Т.Е. и др. Влияние экзогенной ДНК на восстановление лейкопоэза и противоопухолевый эффект циклофосфана // Вопр. онкологии. 2006. Т. 52. С. 336–340.

9. Смирнов Г.Б. Почему редуцируются бактериальные геномы? // Бреслеровские чтения. Спб.: Наука, 2007. С. 34–60.

10. Abrams R.A., McCormack K., Bowles C., Deisseroth A.B. Cyclophosphamide treatment expands the circulating hematopoietic stem cell pool in dogs // J. Clin. Invest. 1981. V. 67. Nо. 5. P. 1392–1399.

11. Akkari Y.M., Bateman R.L., Reifsteck C.A. et al. DNA replication is required to elicit cellular responses to psoraleninduced DNA interstrand cross-links // Mol. Cell Biol. 2000. V. 20. Nо. 21. P. 8283–8289.

12. De Silva I.U., McHugh P.J., Clingen P.H. et al. Defi ning the roles of nucleotide excision repair and recombination in the repair of DNA interstrand cross-links in mammalian cells // Mol. Cell Biol. 2000. V. 20. P. 7980–7990.

13. Farzaneh F., Zalin R., Brill D., Shall S. DNA strand breaks and ADP-ribosyl transferase activation during cell differentiation // Nature. 1982. V. 300. Nо. 5890. P. 362–366.

14. Fleming R.A. An overview of cyclophosphamide and ifosfamide pharmacology // Pharmacotherapy. 1997. V. 17. P. 146–154.

15. Jack H.M., McDowell M., Steinberg C.M. et al. Looping out and deletion mechanism for the immunoglobulin heavychain class switch // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1988. V. 85. P. 1581–1585.

16. Jahn C.L., Klobutcher L.A. Genome remodeling in ciliated protozoa // Annu. Rev. Microbiol. 2002. V. 56. P. 489–520.

17. Jurka J., Kohany O., Pavlicek A. et al. Clustering, duplication and chromosomal distribution of mouse SINE retrotransposons // Cytogenet. Genome Res. 2005. V. 110. P. 117–123.

18. Hamlin J.L. Mammalian origins of replication // Bioаssays. 1992. V. 14. Nо. 10. P. 651–659.

19. Hancock J.M. Gene factories, microfunctionalization and the evolution of gene families // Trends Genet. 2005. V. 21. P. 591–595.

20. Herriсk J. Genetic variation and DNA replication timing, or why is there late replicating DNA? // Evolution. 2011. V. 65. Nо. 11. P. 3031–3047.

21. Holmquist G.P., Caston L.A. Replication time of interspersed repetitive DNA sequences in hamsters // Biochim. Biophys Acta. 1986. V. 868. No. 2/3. P. 164–177.

22. Johnstone A.P., Williams G.T. Role of DNA breaks and ADPribosyl transferase activity in eukaryotic differentiation demonstrated in human lymphocytes // Nature. 1982. V. 300. No. 5890. P. 368–370.

23. Kobayashi T. A new role of the rDNA and nucleolus in the nucleus--rDNA instability maintains genome integrity // Bioаssays. 2008. V. 30. No. 3. P. 267–272.

24. Kotnis A., Kannan S., Sarin R. et al. Case-control study and meta-analysis of SULT1A1 Arg213His polymorphism for gene, ethnicity and environment interaction for cancer risk // Br. J. Cancer. 2008. V. 99. P. 1340–1347.

25. Kramerov D.A., Vassetzky N.S. Short retroposons in eukaryotic genomes // Int. Rev. Cytol. 2005. V. 247. Р. 165–221.

26. Krayev A.S., Kramerov D.A., Skryabin K.G. et al. The nucleotide sequence of the ubiquitous repetitive DNA sequence B1 complementary to the most abundant class of mouse fold-back RNA // Nucl. Acids Res. 1980. V. 8. Nо. 6. P. 1201–1215.

27. Lansdorp P.M. Major cutbacks at chromosome ends // Trends Biochem. Sci. 2005. V. 30. P. 388–395.

28. Le Breton C., Hennion M., Arimondo P.B. et al. Replicationfork stalling and processing at a single psoralen interstrand crosslink in Xenopus egg extracts // PloS one. 2011. V. 6. Nо. 4. P. e18554.

29. Likhacheva A.S., Nikolin V.P., Popova N.A. et al. Integration of human DNA fragments into the cell genomes of certain tissues from adult mice treated with cytostatic cyclophosphamide in combination with human DNA // Gene Ther. Mol. Biol. 2007. V. 11. P. 185–202.

30. Mazur L., Czyzewska A. Immunocytochemical analysis of apoptotic bone marrow cells after treatment of mice with WR-2721 and chemotherapeutic drugs // Folia Histochem. Cytobiol. 2001. V. 39. Nо. 2. P. 63–66.

31. Moore R.C., Purugganan M.D. The evolutionary dynamics of plant duplicate genes // Curr. Opin. Plant Biol. 2005. V. 8. P. 122–128.

32. Niedernhofer L.J., Odijk H., Budzowska M. et al. The structure-specific endonuclease Ercc1-Xpf is required to resolve DNA interstrand cross-link-induced double-strand breaks // Mol. Cell Biol. 2004. V. 24. Nо. 13. P. 5776–5787.

33. Paques F., Haber J.E. Multiple pathways of recombination induced by double-strand breaks in Saccharomyces cerevisiae // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1999. V. 63. Nо. 2. P. 349–404.

34. Pвques F., Leung W.Y., Haber J.E. Expansions and contractions in a tandem repeat induced by double-strand break repair // Mol. Cell. Biol. 1998. V. 18. Nо. 4. P. 2045–2054.

35. Roberts D.B. Drosophila: a practical approach. Oxford-Washington, DC: IRL Press, 1986. 295 p.

36. Salem M.L., El-Naggar S.A., Cole D.J. Cyclophosphamide induces bone marrow to yield higher numbers of precursor dendritic cells in vitro capable of functional antigen presentation to T cells in vivo // Cell Immunol. 2010. V. 261. Nо. 2. P. 134–143.

37. Serdobova I.M., Kramerov D.A. Short retroposons of the B2 superfamily: evolution and application for the study of rodent phylogeny // J. Mol. Evol. 1998. V. 46. P. 202–214.

38. Shibata A., Barton O., Noon A.T. et al. Role of ATM and the damage response mediator proteins 53BP1 and MDC1 in the maintenance of G(2)/M checkpoint arrest // Mol. Cell. Biol. 2010. V. 30. Nо. 13. P. 3371–3383.

39. Tanaka H., Cao Y., Bergstrom D.A. et al. Intrastrand annealing leads to the formation of a large DNA palindrome and determines the boundaries of genomic amplifi cation in human cancer // Mol. Cell. Biol. 2007 . V. 6. P. 1993–2002.

40. Taussig M.J. Molecular genetics of immunoglobulins // Immunol. Suppl. 1988. V. 1. P. 7–15.

41. Tower J. Developmental gene amplifi cation and origin regulation // Annu. Rev. Genet. 2004. V. 38. P. 273–304.

42. Tseng H., Chou W., Wang J. et al. Mouse ribosomal RNA genes contain multiple differentially regulated variants // PLoS One. 2008. V. 3. P. e1843.

43. Vassetzky N.S., Ten O.A., Kramerov D.A. B1 and related SINEs in mammalian genomes // Gene. 2003. V. 319. P. 149–160.

44. Vatolin S.Y., Okhapkina E.V., Matveeva N.M. et al. Scheduled perturbation in DNA during in vitro differentiation of mouse embryo-derived cells // Mol. Reprod. Dev. 1997. V. 47. Nо. 1. P. 1–10.

45. Wang R.C., Smogorzewska A., de Lange T. Homologous recombination generates T-loop-sized deletions at human telomeres // Cell. 2004. V. 119. Nо. 3. P. 355–368.

46. Warmerdam D.O., Kanaar R. Dealing with DNA damage: relationships between checkpoint and repair pathways // Mutat Res. 2010. V. 704. Nо. 1/3. P. 2–11.

47. Yakubov L.A., Rogachev V.A., Likhacheva A.C. et al. Natural human gene correction by small extracellular genomic DNA fragments // Cell Cycle. 2007. V. 6. P. 2293–2301.