Сравнительный анализ полных последовательностей пластидных геномов чеснока Allium sativum и лука репчатого Allium cepa

Секвенирование и сравнительная характеристика пластидных геномов растений – актуальный инструмент для современных филогенетических и таксономических исследований. Род Allium L. (сем. Amaryllidaceae) объединяет более 900 видов растений, вклю­чая такие экономически значимые овощные культуры, как чеснок Allium sativum, лук репчатый Allium cepa, лук-порей A. porrum и др. В настоящей работе впервые определена полная нуклеотидная последовательность пластидного генома чеснока A. sativum. Пластом A. sativum имел размер 153 172 п. н. и состоял из большой уникальной (LSC, 82 035 п. н.) и малой уникальной (SSC, 18 015 п. н.) копий, разделенных инвертированными повторами (IRa и IRb) размером 26 561 п. н. каждый. В пластидном геноме чеснока анно­тировано 134 гена, из них 82 белок-кодирующих, 38 тРНК, 8 рРНК и 6 псевдогенов. Сравнительный анализ пластидных геномов A. sativum и A. cepa выявил различия в размерах структурных элемен­тов и спейсеров на границах инвертированных повторов. Общее число генов в пластомах A. sativum и A. cepa было одинаковым, однако генный состав различался: ген rpl22 был функциональным у A. sativum и псевдогеном у A. cepa, а ген rps16 – наоборот, псевдо­геном у A. sativum и белок-кодирующим у A. cepa. В последователь­ностях пластидных геномов чеснока A. sativum и лука репчатого A. cepa были идентифицированы 32 микросателлитные последовательности, больше половины которых – динуклеотидные, осталь­ные – тетра-, пентаи гексануклеотидные, а тринуклеотидные отсутствовали. Сравниваемые пластидные геномы отличались числом повторов ряда микросателлитов, а некоторые микросателлиты встречались только у одного из видов.

1. Bankevich A., Nurk S., Antipov D., Gurevich A.A., Dvorkin M., Kulikov A.S., Lesin V.M., Nikolenko S.I., Pham S., Prjibelski A.D., Pyshkin A.V., Sirotkin A.V., Vyahhi N., Tesler G., Alekseyev M.A., Pevzner P.A. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing. J. Comput. Biol. 2012;19(5): 455-477. DOI 10.1089/cmb.2012.0021.

2. Bellot S., Renner S.S. The plastomes of two species in the endoparasite genus Pilostyles (Apodanthaceae) each retain just five or six possibly functional genes. Genome Biol. Evol. 2016;8(1):189-201. DOI 10.1093/gbe/evv251.

3. Brandvain Y., Wade M.J. The functional transfer of genes from the mitochondria to the nucleus: the effects of selection, mutation, population size and rate of self-fertilization. Genetics. 2009;182(4):11291139. DOI 10.1534/genetics.108.100024.

4. Chung S.M., Gordon V.S., Staub J.E. Sequencing cucumber (Cucumis sativus L.) chloroplast genomes identifies differences between chilling-tolerant and -susceptible cucumber lines. Genome. 2007;50: 215-225.

5. Daniell H., Lin C.-S., Yu M., Chang W.-J. Chloroplast genomes: diversity, evolution, and applications in genetic engineering. Genome Biol. 2016;17(1):134. DOI 10.1186/s13059-016-1004-2.

6. Dong W., Xu C., Cheng T., Lin K., Zhou S. Sequencing angiosperm plastid genomes made easy: a complete set of universal primers and a case study on the phylogeny of saxifragales. Genome Biol. Evol. 2013;5(5):989-997.

7. DOI 10.1093/gbe/evt063. Doyle J.J., Doyle J.L. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochem. Bull. 1987;19:11-15.

8. Filyushin М.А., Beletsky A.V., Mazur A.M., Kochieva E.Z. The coplete plastid genome sequence of garlic Allium sativum L. Mitochondrial DNA Part B: Resources. 2016;1(1):831-832. DOI 10.1080/23802359.2016.1247669.

9. Filyushin M.A., Beletsky A.V., Mazur A.M., Kochieva E.Z. Characterization of the complete plastid genome of lop-sided onion Allium obliquum L. (Amaryllidaceae). Mitochondrial DNA Part B: Re-sources. 2018;3(1):393-394. DOI 10.1080/23802359.2018.1456369.

10. Friesen N., Fritsch R.M., Blattner F.R. Phylogeny and new intrageneric classification of Allium (Alliaceae) based on nuclear ribosomal DNA ITS sequences. Aliso. 2006;22:372-395.

11. Goremykin V.V., Hirsch-Ernst K.I., Wolfl S., Hellwig F.H. The chloroplast genome of Nymphaea alba: whole-genome analyses and the problem of identifying the most basal angiosperm. Mol. Biol. Evol. 2004;21:1445-1454.

12. Herden T., Hanelt P., Friesen N. Phylogeny of Allium L. subgenus Anguinum (G. Don. ex W.D.J. Koch) N. Friesen (Amaryllidaceae). Mol. Phylogenet. Evol. 2016;95:79-93. DOI 10.1016/j.ympev.2015.11.004.

13. Jones M.G., Hughes J., Tregova A., Milne J., Tomsett A.B., Collin H.A. Biosynthesis of the flavour precursors of onion and garlic. J. Exp. Bot. 2004;55(404):1903-1918.

14. Keller J., Rousseau-Gueutin M., Martin G.E., Morice J., Boutte J., Coissac E., Ourari M., Aïnouche M., Salmon A., Cabello-Hurtado F., Aïnouche A. The evolutionary fate of the chloroplast and nuclear rps16 genes as revealed through the sequencing and comparative analyses of four novel legume chloroplast genomes from Lupinus. DNA Res. 2017;24(4):343-358. DOI 10.1093/dnares/dsx006.

15. Kim S., Park J.Y., Yang T. Comparative analysis of the complete chloroplast genome sequences of a normal male-fertile cytoplasm and two different cytoplasms conferring cytoplasmic male sterility in on¬ion (Allium cepa L.). J. Hortic. Sci. Biotechnol. 2015;90(4):459-468. DOI 10.1080/14620316.2015.11513210.

16. Kumar S., Stecher G., Tamura K. MEGA7: Molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets. Mol. Biol. Evol. 2016;33(7):1870-1874. DOI 10.1093/molbev/msw054.

17. Lohse M., Drechsel O., Kahlau S., Bock R. OrganellarGenome DRAWa suite of tools for generating physical maps of plastid and mitochondrial genomes and visualizing expression data sets. Nucleic Acids Res. 2013;41:575-581. DOI 10.1093/nar/gkt289.

18. Lowe T.M., Eddy S.R. tRNAscan-SE: A program for improved detection of transfer RNA genes in genomic sequence. Nucleic Acids Res. 1997;25:955-964.

19. Mardanov A.V., Ravin N.V., Kuznetsov B.B., Samigullin T.H., Antonov A.S., Kolganova T.V., Skyabin K.G. Complete sequence of the duckweed (Lemna minor) chloroplast genome: structural organi-zation and phylogenetic relationships to other angiosperms. J. Mol. Evol. 2008;66(6):555-564. DOI 10.1007/s00239-008-9091-7.

20. Ravin N.V., Gruzdev E.V., Beletsky A.V., Mazur A.M., Prokhortchouk E.B., Filyushin M.A., Kochieva E.Z., Kadnikov V.V., Mardanov A.V., Skryabin K.G. The loss of photosynthetic pathways in the plastid and nuclear genomes of the non-photosynthetic mycoheterotrophic eudicot Monotropa hypopitys. BMC Plant Biol. 2016; 16(Suppl. 3):153-161. DOI 10.1186/s12870-016-0929-7.

21. Redwan R.M., Saidin A., Kumar S.V. Complete chloroplast genome sequence of MD-2 pineapple and its comparative analysis among nine other plants from the subclass Commelinidae. BMC Plant Biol. 2015;15:196. DOI 10.1186/s12870-015-0587-1.

22. Ricroch A., Yockteng R., Brown S.C., Nadot S. Evolution of genome size across some cultivated Allium species. Genome. 2005;48(3): 511-520.

23. Roy S., Ueda M., Kadowaki K., Tsutsumi N. Different status of the gene for ribosomal protein S16 in the chloroplast genome during evolution of the genus Arabidopsis and closely related species. Genes Genet. Syst. 2010;85(5):319-326.

24. Seregin A.P., Anačkov G., Friesen N. Molecular and morphological revision of the Allium saxatile group (Amaryllidaceae): geographical isolation as the driving force of underestimated speciation. Bot. J. Linn. Soc. 2015;178(1):67-101. DOI 10.1111/boj.12269.

25. Shaw J., Lickey E.B., Schilling E.E., Small R.L. Comparison of whole chloroplast genome sequences to choose noncoding regions for phylogenetic studies in angiosperms: the tortoise and the hare III. Am. J. Bot. 2007;94(3):275-288. DOI 10.3732/ajb.94.3.275.

26. Shi C., Liu Y., Huang H., Xia E.-H., Zhang H.-B., Gao L.-Z. Contradiction between plastid gene transcription and function due to complex posttranscriptional splicing: an exemplary study of ycf15 function and evolution in angiosperms. PLoS ONE. 2013;8(3):e59620. DOI 10.1371/journal.pone.0059620.

27. Sinitsyna T.A., Herden T., Friese N. Dated phylogeny and biogeography of the Eurasian Allium section Rhizirideum (Amaryllidaceae). Plant Syst. Evol. 2016;302:1311-1328. DOI 10.1007/s00606-0161333-3.

28. Siniauskaya M.G., Danilenko N.G., Lukhanina N.V., Shymkevich A.M., Davydenko O.G. Expression of the chloroplast genome: mod¬ern concepts and experimental approaches. Russ. J. Genet.: Appl. Res. 2016;6(5):491-509. DOI 10.1134/S2079059716050117.

29. Sloan D.B. Using plants to elucidate the mechanisms of cytonuclear co-evolution. New Phytol. 2015;205(3):1040-1046. DOI 10.1111/ nph.12835.

30. Steele P.R., Hertweck K.L., Mayfield D., McKain M.R., LeebensMack J., Pires J.C. Quality and quantity of data recovered from massively parallel sequencing: Examples in Asparagales and Poaceae. Am. J. Bot. 2012;99(2):330-348. DOI 10.3732/ajb.1100491.

31. Sveinsson S., Cronk Q. Evolutionary origin of highly repetitive plastid genomes within the clover genus (Trifolium). BMC Evol. Biol. 2014;14:228. DOI 10.1186/s12862-014-0228-6.

32. Temnykh S., DeClerck G., Lukashova A., Lipovich L., Cartinhour S., McCouch S. Computational and experimental analysis of microsatellites in rice (Oryza sativa L.): frequency, length variation, transposon associations, and genetic marker potential. Genome Res. 2001; 11(8):1441-1452.

33. von Kohn C.M., Kielkowska A., Havey M.J. Sequencing and annotation of the chloroplast DNAs of normal (N) male-fertile and male-sterile (S) cytoplasms of onion and single nucleotide polymorphisms distinguishing these cytoplasms. Genome. 2013;56(12):737-742. DOI 10.1139/gen-2013-0182.

34. Wheeler E.J., Mashayekhi S., McNeal D.W., Columbus J.T., Pires J.C. Molecular systematics of Allium subgenus Amerallium (Amaryllidaceae) in North America. Am. J. Bot. 2013;100(4):701-711. DOI 10.3732/ajb.1200641.

35. Wick R.R., Schultz M.B., Zobel J., Holt K.E. Bandage: interactive visualisation of de novo genome assemblies. Bioinformatics. 2015; 31(20):3350-3352. DOI 10.1093/bioinformatics/btv383.

36. Wicke S., Schneeweiss G.M., dePamphilis C.W., Müller K.F., Quandt D. The evolution of the plastid chromosome in land plants: gene content, gene order, gene function. Plant Mol. Biol. 2011; 76(3-5):273-297. DOI 10.1007/s11103-011-9762-4.