Влияние однократного введения стрептозотоцина на метаболиты гиппокампа мышей линии NODSCID


https://doi.org/10.18699/VJ18.400

Полный текст:


Аннотация

Значимое увеличение за последние годы числа людей с установ­ленным диагнозом «сахарный диабет» выводит исследования, посвященные этой проблеме, в число наиболее актуальных. Продолжительная гипергликемия, сопровождающая развитие и тече-ние сахарного диабета 1-го типа (СД1), может отразиться на функ­циональном и структурном уровне организации работы головного мозга. В основе подобных реакций может лежать изменение метаболизма. Общепринятым методом прижизненного выявления метаболических реакций в организме служит магнитно-резонансная спектроскопия (МРС). В настоящей работе для оценки влияния стрептозотоцина (СТЗ) и хронической гипергликемии, обуслов­ленной отсроченным эффектом СТЗ, реализованным через гибель β-клеток поджелудочной железы, проведена МРС гиппокампа мы­шей линии NOD.CB17-Prkdcscid/NcrCrl (NODSCID) через 4 и 60 дней после введения СТЗ. Модель СД1 с введением СТЗ – самая распро­страненная в мировой практике. Вместе с тем остается открытым вопрос – существует ли краткосрочный эффект введения СТЗ на уровень детектируемых с помощью МРС метаболитов гиппокампа животных. В результате сравнения опытной группы животных с контролем выявлено отсутствие влияния СТЗ на метаболиты гип­покампа мышей NODSCID на 4-й день после его введения. Однако в другом сравнении животных опыта и контроля через 60 дней по­сле введения СТЗ отмечаются увеличение содержания аланина и таурина и снижение содержания лактата. Таким образом, введение самого СТЗ не сказывается на метаболизме гиппокампа. Использо­вание МРС является перспективным методом для оценки влияния СД1 на метаболизм головного мозга животных.


Об авторах

Д. А. Тур
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


О. Б. Шевелев
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


M. Б. Шарапова
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


М. А. Золотых
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


А. Е. Акулов
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


Список литературы

1. Biessels G.J., Braun K.P., de Graaf R.A., van Eijsden P., Gispen W.H., Nicolay K. Cerebral metabolism in streptozotocin-diabetic rats: an in vivo magnetic resonance spectroscopy study. Diabetologia. 2001; 44:346-353. DOI 10.1007/s001250051625.

2. Duarte J.M., Carvalho R.A., Cunha R.A., Gruetter R. Caffeine consumption attenuates neurochemical modifications in the hippocampus of streptozotocin-induced diabetic rats. J. Neurochem. 2009;111: 368-379. DOI 10.1111/j.1471-4159.2009.06349.x.

3. Dufrane D., van Steenberghe M., Guiot Y., Goebbels R.M., Saliez A., Gianello P. Streptozotocin-induced diabetes in large animals (pigs/primates): role of GLUT2 transporter and beta-cell plasticity. Transplantation. 2006;15;81(1):36-45. DOI 10.1097/01.tp.0000189712.74495.82.

4. Elsner M., Guldbakke B., Tiedge M., Munday R., Lenzen S. Relative importance of transport and alkylation for pancreatic beta-cell toxicity of streptozotocin. Diabetologia. 2000;43:1528-1533. DOI 10.1007/s001250051564.

5. Geissler A., Frund R., Scholmerich J., Feuerbach S., Zietz B. Alterations of cerebral metabolism in patients with diabetes mellitus studied by proton magnetic resonance spectroscopy. Exp. Clin. Endocrinol. Diabetes. 2003;111(7):421-427. DOI 10.1055/s-2003-44289.

6. Gruetter R. Automatic, localized in vivo adjustment of all first-and second-order shim coils. Magn. Reson. Med. 1993;29:804-811. DOI 10.1002/mrm.1910290613.

7. Gurley S.B., Clare S.E., Snow K.P., Hu A., Meyer T.W., Coffman T.M. Impact of genetic background on nephropathy in diabetic mice. Am. J. Physiol. 2006;290(1):F214-F222. DOI 10.1152/ajprenal.00204. 2005.

8. Heikkila O., Lundbom N., Timonen M., Groop P.H., Heikkinen S., Makimattila S. Hyperglycaemia is associated with changes in the regional concentrations of glucose and myo-inositol within the brain. Diabetologia. 2009;52:534-540. DOI 10.1007/s00125-0081242-2.

9. Huber J.D., VanGilder R.L., Houser K.A. Streptozotocin-induced diabetes progressively increases blood-brain barrier permeability in specific brain regions in rats. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2006;291(6):H2660-H2668. DOI 10.1152/ajpheart.00489.2006.

10. Hussy N., Deleuze C., Desarménien M.G., Moos F.C. Osmotic regulation of neuronal activity: a new role for taurine and glial cells in a hypothalamic neuroendocrine structure. Prog. Neurobiol. 2000; 62(2):113-134. DOI 10.1016/S0301-0082(99)00071-4.

11. Ito T., Schaffer S.W., Azuma J. The potential usefulness of taurine on diabetes mellitus and its complications. Amino Acids. 2012;42(5): 1529-1539. DOI 10.1007/s00726-011-0883-5.

12. Jederstrom G., Grasjo J., Nordin A., Sjoholm I., Andersson A. Blood glucose-lowering activity of a hyaluronan-insulin complex after oral administration to rats with diabetes. Diabetes Technol. Ther. 2005; 7(6):948-957. DOI 10.1089/dia.2005.7.948.

13. King A.J. The use of animal models in diabetes research. Br. J. Pharmacol. 2012;166(3):877-894. DOI 10.1111/j.1476-5381.2012.01911.x.

14. Kreis R., Ross B.D. Cerebral metabolic disturbances in patients with subacute and chronic diabetes mellitus: detection with proton MR spectroscopy. Radiology. 1992;184(1):123-130. DOI 10.1148/radiology.184.1.1319074.

15. Lapidot A., Haber S. Effect of endogenous beta-hydroxybutyrate on glucose metabolism in the diabetic rabbit brain: A C-13-magnetic resonance spectroscopy study of [U-C-13] glucose metabolite. J. Neurosci. Res. 2001;64(2):207-216. DOI 10.1002/jnr.1067.

16. Lenzen S. The mechanisms of alloxanand streptozotocin-induced diabetes. Diabetologia. 2008;51(2):216-226. DOI 10.1007/s00125007-0886-7.

17. Lenzen S., Tiedge M., Panten U. Glucokinase in pancreatic B-cells and its inhibition by alloxan. Acta Endocrinol. 1987;115:21-29.

18. Lien Y.H., Shapiro J.I., Chan L. Effects of hypernatremia on organic brain osmoles. J. Clin. Invest. 1990;85(5):1427-1435. DOI 10.1172/ JCI114587.

19. Lien Y.H., Shapiro J.I., Chan L. Study of brain electrolytes and organic osmolytes during correction of chronic hyponatremia. Implications for the pathogenesis of central pontine myelinolysis. J. Clin. Invest. 1991;88(1):303-309. DOI 10.1172/JCI115292.

20. Mangia S., Kumar A.F., Moheet A.A., Roberts R.J., Eberly L.E., Seaquist E.R., Tkáč I. Neurochemical profile of patients with type 1 diabetes measured by 1H-MRS at 4T. J. Cereb. Blood Flow Metab. 2013;33:754-759. DOI 10.1038/jcbfm.2013.13.

21. Moshkin M.P., Akulov A.E., Petrovski D.V., Saik O.V., Petrovskiy E.D., Savelov A.A., Koptyug I.V. Proton magnetic resonance spectroscopy of brain metabolic shifts induced by acute administration of 2-deoxy-D-glucose and lipopolysaccharides. NMR Biomed. 2014;27:399-405. DOI 10.1002/nbm.3074.

22. Northam E.A., Rankins D., Lin A., Wellard R.M., Pell G.S., Finch S.J., Werther G.A., Cameron F.J. Central nervous system function in youth with type 1 diabetes 12 years after disease onset. Diabetes Care. 2009;32:445-450. DOI 10.2337/dc08-1657.

23. Obrosova I.G., Fathallah L., Stevens M.J. Taurine counteracts oxidative stress and nerve growth factor deficit in early experimental diabetic neuropathy. Exp. Neurol. 2001;172(1):211-219. DOI 10.1006/exnr.2001.7789.

24. Provencher S.W. Estimation of metabolite concentrations from localized in vivo proton NMR spectra. Magn. Reson. Med. 1993;30(6):672679. DOI 10.1002/mrm.1910300604.

25. Qinna N.A., Badwan A.A. Impact of streptozotocin on altering normal glucose homeostasis during insulin testing in diabetic rats compared to normoglycemic rats. Drug Des. Devel. Ther. 2015;9:2515-2525. DOI 10.2147/DDDT.S79885.

26. Revsin Y., Rekers N.V., Louwe M.C., Saravia F.E., De Nicola A.F., de Kloet E.R., Oitzl M.S. Glucocorticoid receptor blockade normalizes hippocampal alterations and cognitive impairment in streptozotocin-induced type 1 diabetes mice. Neuropsychopharmacology. 2009;34(3):747-758. DOI 10.1038/npp.2008.136.

27. Rose S.J., Bushi M., Nagra I., Davies W.E. Taurine fluxes in insulin dependent diabetes mellitus and rehydration in streptozotocin treated rats. Adv. Exp. Med. Biol. 2000;483:497-501. DOI 10.1007/0-30646838-755.

28. Salceda R., Vilchis C., Coffe V., Hernandez-Munoz R. Changes in the redox state in the retina and brain during the onset of diabetes in rats. Neurochem. Res. 1998;23(6):893-897. DOI 10.1023/A:1022467230259.

29. Sandler S., Swenne I. Streptozotocin, but not alloxan, induces DNA repair synthesis in mouse pancreatic islets in vitro. Diabetologia. 1983; 25(5):444-447.

30. Sarac K., Akinci A., Alkan A., Aslan M., Baysal T., Ozcan C. Brain metabolite changes on proton magnetic resonance spectroscopy in children with poorly controlled type 1 diabetes mellitus. Neuroradiology. 2005;47:562-565. DOI 10.1007/s00234-005-1387-3.

31. Schmidt R.E., Dorsey D.A., Beaudet L.N., Frederick K.E., Parvin C.A., Plurad S.B., Levisetti M.G. Non-obese diabetic mice rapidly develop dramatic sympathetic neuritic dystrophy a new experimental model of diabetic autonomic neuropathy. Am. J. Pathol. 2003;163(5):20772091. DOI 10.1016/S0002-9440(10)63565-1.

32. Schnedl W.J., Ferber S., Johnson J.H., Newgard C.B. STZ transport and cytotoxicity. Specific enhancement in GLUT2-expressing cells. Diabetes. 1994;43(11):1326-1333. DOI 10.2337/diab.43.11.1326.

33. Sheshala R., Peh K.K., Darwis Y. Preparation, characterization, and in vivo evaluation of insulin-loaded PLA-PEG microspheres for controlled parenteral drug delivery. Drug Dev. Ind. Pharm. 2009;35(11): 1364-1374. DOI 10.3109/03639040902939213.

34. Szkudelski T. The mechanism of alloxan and streptozotocin action in B cells of the rat pancreas. Physiol. Res. 2001;50(6):537-546. DOI 10.1097/01.tp.0000189712.74495.82.

35. Tanabe M., Nitta A., Ono H. Neuroprotection via strychnine-sensitive glycine receptors during post-ischemic recovery of excitatory syn¬aptic transmission in the hippocampus. J. Pharmacol. Sci. 2010; 113(4):378-386. DOI 10.1254/jphs.10150FP.

36. Terada T., Hara K., Haranishi Y., Sata T. Antinociceptive effect of intrathecal administration of taurine in rat models of neuropathic pain. Can. J. Anaesth. 2011;58(7):630-637. DOI 10.1007/s12630-0119504-8.

37. Timbrell J.A., Seabra V., Waterfield C.J. The in vivo and in vitro protective properties of taurine. Gen. Pharmacol. 1995;26(3):453-462. DOI 10.1016/0306-3623(94)00203-Y.

38. van Harten B., de Leeuw F.E., Weinstein H.C., Scheltens P., Biessels G.J. Brain imaging in patients with diabetes: a systematic review. Diabetes Care. 2006;29:2539-2548. DOI 10.2337/dc061637.

39. Wang W.T., Lee P., Yeh H.W., Smirnova I.V., Choi I.Y. Effects of acute and chronic hyperglycemia on the neurochemical profiles in the rat brain with streptozotocin-induced diabetes detected using in vivo 1H MR spectroscopy at 9.4T. J. Neurochem. 2012;121:407-417. DOI 10.1111/j.1471-4159.2012.07698.x.

40. Weiss R.B. Streptozocin: a review of its pharmacology, efficacy, and toxicity. Cancer Treat. Rep. 1982;66:427-438.


Дополнительные файлы

Просмотров: 59

Обратные ссылки

  • Обратные ссылки не определены.


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2500-0462 (Print)
ISSN 2500-3259 (Online)