Рибонуклеазная активность как потенциальный новый маркер устойчивости к фитопатогенам у картофеля

Устойчивость к фитопатогенам является важной характеристикой для каждого сорта картофеля, а поиск маркеров устойчивости к патогенам – одна из приоритетных задач селекции растений. Высшие растения обладают широким спектром ферментов с нуклеазной активностью. Основной наиболее вероятной функцией этих ферментов считается защита растений от патогенов. РНКазы активно участвуют в иммунных системах растений, например таких, как системная приобретенная устойчивость и генетический сайленсинг, следовательно, РНКазная активность в листьях растений, как относительно легко измеряемый параметр, может служить хорошим маркером для отбора устойчивых к патогенам сортов. В настоящей работе проанализированы шестнадцать сортов картофеля, включенных в Государственный реестр селекционных достижений, допущенных к использованию на территории Российской Федерации. Проверена корреляция уровня рибонуклеазной (РНКазной) активности сортов с такими хозяйственно ценными признаками, как сроки созревания и устойчивость к вирусам, фитофторе и парше обыкновенной. В целом уровень РНКазной активности оказался сортоспецифичным параметром, что было подтверждено очень малыми значениями средней квадратичной ошибки для большинства тестируемых сортов. Выявлена статистически значимая позитивная корреляция РНКазной активности в листьях картофеля с повышенной устойчивостью сортов к фитопатогенным вирусам, негативная корреляция с устойчивостью к парше обыкновенной и отсутствие значимой связи с устойчивостью к фитофторозу вне зависимости от органа, поражаемого оомицетом. Таким образом, уровень РНКазной активности в листьях картофеля может быть использован как селективный маркер устойчивости к вирусам, в то время как при селекции устойчивости к парше сортов с повышенной РНКазной активностью следует избегать.

1. Barrell P.J., Meiyalaghan S., Jacobs J.M., Conner A.J. Applications of biotechnology and genomics in potato improvement. Plant Biotechnol. J. 2013;11:907-920. DOI 10.1111/pbi.12099.

2. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein dye binding. Anal. Biochem. 1976;72:248-254.

3. Federal State Budgetary Institution “The State Commission of the Russian Federation for Testing and Protection of Selection Achievements”. Available at: http://reestr.gossort.com

4. Galiana E., Bonnet P., Conrod S., Keller H., Panabieres F., Ponchet M., Poupet A., Ricci P. RNase activity prevents the growth of a fungal pathogen in tobacco leaves and increases upon induction of systemic acquired resistance with elicitin. Plant Physiol. 1997;115: 1557-1567.

5. Green P.J. The ribonucleases of higher plants. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1994;45:421-445.

6. Hamester W., Hils U. (Eds.) World Catalogue of Potato Varieties. Hamburg: Agrimedia, 2003.

7. Hugot K., Ponchet M., Marais A., Ricci P., Galiana E. A tobacco Slike RNase inhibits hyphal elongation of plant pathogens. Mol. Plant Microbe Interact. 2002;15:243-250. DOI 10.1094/MPMI.2002.15.3.243.

8. Ibragimova S.M., Romanova A.V., Myzgina G.Kh., Kochetov A.V. The morphogenic potential of Siberian potato cultivars in tissue cultures. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2018;22(3):316-320. DOI 10.18699/VJ18.366. (in Russian)

9. Kao T.H., McCubbin A.G. How flowering plants discriminate between self and non-self pollen to prevent inbreeding. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996;93:12059-12065.

10. Kim S.G., Kim S.T., Wang Y., Yu S., Choi I.S., Kim Y.C., Kim W.T., Agrawal G.K., Rakwal R., Kang K.Y. The RNase activity of rice probenazole-induced protein1 (PBZ1) plays a key role in cell death in plants. Mol. Cells. 2011;31:25-31. DOI 10.1007/s10059-011-0004-z.

11. Korotkova A.M., Gerasimova S.V., Shumny V.K., Khlestkina E.K. Crop genes modifed using the CRISPR/Cas system. Russ. J. Genet.: Appl. Res. 2017;7(8):822-832. DOI 10.1134/S2079059717050124.

12. Kurata N., Kariu T., Kawano S., Kimura M. Molecular cloning of cDNAs encoding ribonuclease-related proteins in Nicotiana glutinosa leaves, as induced in response to wounding or to TMV-infection. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2002;66:391-397. DOI 10.1271/bbb.66.391.

13. Lerat S., Simao-Beaunoir A.M., Beaulieu C. Genetic and physiological determinants of Streptomyces scabies pathogenicity. Mol. Plant Pathol. 2009;10:579-585. DOI 10.1111/j.1364-3703.2009.00561.x.

14. Lers A., Khalchitski A., Lomaniec E., Burd S., Green P.J. Senescenceinduced RNases in tomato. Plant Mol. Biol. 1998;36:439-449.

15. Lusso M., Kuc J. Evidence for transcriptional regulation of beta-1,3- glucanase as it relates to induced systemic resistance of tobacco to blue mold. Mol. Plant Microbe Interact. 1995;8:473-475.

16. . Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 1962;15:473-497.

17. Pershina L.A. Basic Methods of in vitro Cultivation in Plant Biotechnology. Novosibirsk: Novosibirsk State University, 2005. (in Russian)

18. Qin X., Soulard J., Laublin G., Morse D., Cappadocia M. Molecular analysis of the conserved C4 region of the S11-RNase of Solanum chacoense. Planta. 2005;221:531-537. DOI 10.1007/s00425-004-1470-8.

19. Sindarovska Y.R., Guzyk O.I., Yuzvenko L.V., Demchenko O.A., Didenko L.F., Grynevych O.I., Spivak M.Y. Ribonuclease activity of buckwheat plant (Fagopyrum esculentum) cultivars with different sensitivities to buckwheat burn virus. Ukr. Biochem. J. 2014;86: 33-40.

20. Šindelářová M., Šindelář L., Burketová L. Glucose-6-phosphate dehydrogenase, ribonucleases and esterases upon tobacco mosaic virus infection and benzothiodiazole treatment in tobacco. Biol. Plant. 2002;45:423-432.

21. Sugawara T., Trifonova E.A., Kochetov A.V., Kanayama Y. Expression of an extracellular ribonuclease gene increases resistance to Cucumber mosaic virus in tobacco. BMC Plant Biol. 2016;16(3):147-152. DOI 10.1186/s12870-016-0928-8.

22. Trifonova E.A., Komarova M.L., Leonova N.S., Shcherban A.B., Kochetov A.V., Malinovskii V.I., Shumnyi V.K. Transgenic potato (Solanum tuberosum L.) plants expressing the gene of secretory nuclease from Serratia marcescens. Dokl. Biochem. Biophys. 2004; 394:39-41.

23. Trifonova E.A., Kochetov A.V., Shumny V.K. Molecular mechanisms of system resistance of plants to infections and strategy of raising virus resistance through transgenesis. Biol. Bulletin Reviews. 2007a;127:13-24 (in Russian)

24. Trifonova E.A., Sapotsky M.V., Komarova M.L., Scherban A.B., Shumny V.K., Polyakova A.M., Lapshina L.A., Kochetov A.V., Malinovsky V.I. Protection of transgenic tobacco plants expressing bovine pancreatic ribonuclease against tobacco mosaic virus. Plant Cell Rep. 2007b;26:1121-1126. DOI 10.1007/s00299-006-0298-z.

25. Trifonova E.A., Savelyeva A.V., Romanova A.V., Filipenko E.A., Sapotsky M.V., Malinovsky V.I., Kochetov A.V. Transgenic expression of Serratia marcescens native and mutant nucleases modulate tobacco mosaic virus resistance in Nicotiana tabacum SR1. Russ. J. Genet. 2015;51:715-719.

26. Van Loon L.C., Rep M., Pieterse C.M. Signifcance of inducible defense related proteins in infected plants. Annu. Rev. Phytopathol. 2006;44:135-162. DOI 10.1146/annurev.phyto.44.070505.143425.

27. Yen Y., Baenziger P.S. Identifcation, characterization, and comparison of RNA-degrading enzymes of wheat and barley. Biochem. Genet. 1993;31:133-145.

28. Yen Y., Green P.J. Identifcation and properties of the major ribonucleases of Arabidopsis thaliana. Plant Physiol. 1991;97:1487-1493.

29. Zhang L., French R., Langenberg W.G., Mitra A. Accumulation of barley stripe mosaic virus is signifcantly reduced in transgenic plants expressing a bacterial ribonuclease. Transgenic. Res. 2001;10:13-19.