ЭКСПРЕССИЯ ГЕНОВ И ВТОРИЧНЫЕ СТРУКТУРЫ В мРНК В РАЗНЫХ ВИДАХ Mycoplasma
Аннотация
Определение эффективности экспрессии генов организма является актуальной и важной задачей современной биологии. Особый интерес представляют микроорганизмы, паразитирующие на человеке и домашних животных. В работе был проведен биоинформатический анализ геномов 62 штаммов бактерий, принадлежащих к роду Mycoplasma. Показано, что эффективность трансляции генов у этих организмов зависит от количества потенциальных вторичных структур в них и не зависит от кодонного состава. Обнаружены виды с пониженным содержанием локальных инвертированных повторов в генах. Анализ филогении показал возможную связь этой особенности со средой обитания данных организмов. Обнаружена не свойственная остальным микоплазмам высокая концентрация локальных инвертированных повторов в районе старт-кодона трансляции в генах M. haemofelis.
При поддержке: программы Президиума РАН «Молекулярная и клеточная биология» (проект 6.6) и «Происхождение биосферы и эволюция гео-биологических систем» (№ 15); грант НШ-5278.2012.4 и грант РФФИ № 13-04-0062013
Об авторах
В. С. Соколов
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук», Новосибирск, Россия
Россия
Россия
В. А. Лихошвай
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия
Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия
Россия
Ю. Г. Матушкин
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия
Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия
Россия
Список литературы
1. Лихошвай В.А., Матушкин Ю.Г. Предсказание эффективности экспрессии генов по их нуклеотидному составу // Молекуляр. биология. 2000. Т. 34. № 3. С. 406–412.
2. Andersson S.G.E., Kurland C.G. Codon preferences in freeliving microorganisms // Microbiol. Rev. 1990. V. 54. Р. 198–210.
3. Bennetzen J.L., Hall B.D. Codon selection in Yeast // J. Biol. Chem. 1982. V. 257. Р. 3026–3031.
4. Dam E.B., Pleij C.W., Bosch L. RNA pseudoknots: translational frameshifting and readthrough on viral RNAs // Virus Genes. 1990. V. 4. Р. 121–136.
5. Collier A.M., Clyde W.A. Jr. Relationships between Mycoplasma pneumoniae and human respiratory epithelium // Infect. Immun. 1971. V. 3. No. 5. P. 694–701.
6. Gouy M., Gautier C. Codon usage in bacteria: correlation with gene expressivity // Nucl. Acids Res. 1982. V. 10. Р. 7055–7070.
7. Grantham R., Gautier C., Gouy M. et al. Codon catalog usage and the genome hypothesis // Nucl. Acids Res. 1980. V. 8. r49–r62.
8. Ikemura T. Codon usage and tRNA content in unicellular and multicellular organisms // Mol. Biol. Evol. 1985. V. 2. Р. 13–34.
9. Jacks T., Madhani H.D., Masiarz F.R., Varmus H.E. Signals for ribosomal frameshifting in the Rous sarcoma virus gag-pol region // Cell. 1988. V. 55. Р. 447–458.
10. Li H., Luo L. The relation between codon usage, base correlation and gene expression level in Escherichia coli and Yeast // J. Theor. Biol. 1996. V. 181. Iss. 2. P. 111–124.
11. Likhoshvai V.A., Matushkin Yu.G. Differentiation of single-cell organisms according to elongation stages crucial for gene expression efficacy // FEBS Lett. 2002. V. 516. P. 87–92.
12. Lopinski J.D., Dinman J.D., Bruenn J.A. Kinetics of ribosomal pausing during programmed –1 translational frameshifting // Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. Р. 1095–1103.
13. Matushkin Yu.G., Likhoshvai V.A., Kochetov A.V. Local secondary structure may be a critical characteristic influencing translation of unicellular organisms mRNA // Bioinformatics of Genome Regulation and Structure. Boston a.o.: Kluwer Acad. Publ., 2004. Р. 103–114.
14. Peters I.R., Helps C.R., McAuliffe L. et al. RNase P RNA gene (rnpB) phylogeny of Hemoplasmas and other Mycoplasma species // J. Clin. Microbiol. 2008. V. 46. No. 5. Р. 1873–1877.
15. Powell D.A., Hu P.C., Wilson M. et al. Attachment of Mycoplasma pneumoniae to respiratory epithelium // Infect. Immun. 1976. V. 13 No. 3. P. 959–966.
16. Sharp P.M., Li W.H. The codon adaptation index – a measure of directional synonymous codon usage bias, and its potential applications // Nucl. Acids Res. 1987. V. 15. Р. 1281–1295.
17. Sorensen M.A., Kurland C.G., Pedersen S. Codon usage determines translation rate in Escherichia coli // J. Mol. Biol. 1989. V. 207. Р. 365–377.
18. Stenico M., Lloyd A.T., Sharp P.M. Codon usage in Caenorhabditis elegans: delineation of translational selection and mutational biases // Nucl. Acids Res. 1994. V. 22. Р. 2437–2446.
19. Takyar S., Hickerson R.P., Noller H.F. mRNA helicase activity of the ribosome // Cell. 2005. V. 120. Р. 49–58.
20. Thanaraj T.A., Argos P. Ribosome-mediated translational pause and protein domain organization // Protein Sci. 1996. V. 5. Р. 1594–1612.
21. Varenne S., Buc J., Lloubes R., Lazdunski C. Translation is a non-uniform process. Effect of tRNA availability on the rate of elongation of nascent polypeptide chains // J. Mol. Biol. 1984. V. 180. Р. 549–576.
22. Vladimirov N.V., Likhoshvai V.A., Matushkin Yu.G. Correlation of codon biases and potential secondary structures with mRNA translation efficiency in unicellular organisms // Mol. Biol. 2007. V. 41. No. 5. Р. 926–933.
23. Wada K.S., Aota R., Tsuchiya F. et al. Codon usage tabulated from GenBank genetic sequence data // Nucl. Acids Res. 1990. V. 18. (Suppl.). Р. 2367–2411.
24. Waites K.B., Balish M.F., Atkinson T.P. New insights into the pathogenesis and detection of Mycoplasma pneumoniae infections // Future Microbiol. 2008. V. 3. No. 6. Р. 635–648.
Рецензия
Просмотров:
453
Послать статью по эл. почте 