Синапсис, рекомбинация и эпигенетическая модификация хромосом у баранов, гетерозиготных по метацентрической хромосоме 3 домашней овцы Ovis aries и акроцентрическим гомологам архара Ovis ammon

Гибридизация пород домашних животных с их дикими сородичами может служить перспективным методом повышения генетического разнообразия сельскохозяйственных животных. Ресурсные популяции, полученные на основе гибридизации различных пород домашних овец с муфлоном и архаром, являются важным источником селекционного материала. Кариотипы архара и домашней овцы различаются по робертсоновской транслокации, возникшей у общего предка муфлона и овец (Ovis aries) за счет центрического слияния хромосом 5 и 11 архара (O. ammon) с образованием хромосомы 3 овцы. Известно, что гетерозиготность по транслокациям может приводить к нарушениям синапсиса, рекомбинации и сегрегации хромосом в мейозе. Осо бенности протекания мейоза у баранов, гетерозиготных по транслокации, различающей кариотипы овец и архаров, до сих пор не исследованы. Мы изучали синапсис, рекомбинацию и эпигенетическую модификацию хромосом, вовлеченных в данную перестройку у гетерозигот, с использованием иммунолокализации ключевых белков мейоза. В большинстве клеток наблюдался полный синапсис между метацентрической хромосомой овцы и двумя акроцентрическими хромосомами архара с образованием тривалента. В небольшой доле клеток на стадии ранней пахитены наблюдалась задержка синапсиса в перицентромерных районах тривалента. Неспаренные участки подвергались эпигенетической модификации: фосфорилированию гистона H2A.X. Однако к концу пахитены эти нарушения полностью устранялись. Асинапсис замещался негомологичным синапсисом между перицентромерными районами акроцентрических хромосом. К концу пахитены сигнал γH2A.X сохранялся только на половом биваленте и отсутствовал на триваленте. По числу и распределению рекомбинационных сайтов, степени центромерной и кроссоверной интерференции транслокационный тривалент не отличался от нормальных бивалентов метацентрических хромосом. Таким образом, установлено, что гетерозиготность по хромосоме 3 домашней овцы и хромосомам 5 и 11 архара не вызывает существенных изменений в ключевых процессах профазы I мейоза и, следовательно, не должна приводить к снижению плодовитости у потомков от межвидовой гибридизации овец.

1. Anderson L.K., Reeves A., Webb L.M., Ashley T. Distribution of crossing over on mouse synaptonemal complexes using immunofluorescent localization of MLH1 protein. Genetics. 1999;151:1569-1579.

2. Borodin P.M., Karamysheva T.V., Belonogova N.M., Torgasheva A.A., Rubtsov N.B., Searle J.B. Recombination map of the common shrew, Sorex araneus (Eulipotyphla, Mammalia). Genetics. 2008;178:621- 632. DOI 10.1534/genetics.107.079665.

3. Borodin P.M., Rogatcheva M.B., Zhelezova A.I., Oda S. Chromosome pairing in inter-racial hybrids of the house musk shrew (Suncus murinus, Insectivora, Soricidae). Genome. 1998;41:79-90.

4. Broad T., Hayes H., Long S. Cytogenetics: Physical Chromosome Maps. In: Piper L., Ruvinsky A. (Eds.). The Genetics of Sheep. Wallingford, UK: CAB International, 1997.

5. Bruère A., Ellis P. Cytogenetics and reproduction of sheep with multiple centric fusions (Robertsonian translocations). J. Reprod. Fert. 1979;57(2):363-375.

6. Bunch T.D., Vorontsov N.N., Lyapunova E.A., Hoffmann R.S. Chromosome number of Severtzov’s sheep (Ovis ammon severtzovi): G-banded karyotype comparisons within ovis. J. Hered. 1998;89: 266-269.

7. Burgoyne P.S., Mahadevaiah S.K. Unpaired sex chromosomes and gametogenic failure. Chromosomes Today. 1993;11:243-263. DOI 10.1159/000133268.

8. Burgoyne P.S., Mahadevaiah S.K., Turner J.M. The consequences of asynapsis for mammalian meiosis. Nat. Rev. Genet. 2009;10:207- 216. DOI 10.1038/nrg2505.

9. Dai K., Gillies C.B., Dollin A.E. Synaptonemal complex analysis of domestic sheep (Ovis aries) with Robertsonian translocations. II. Trivalent and pairing abnormalities in Massey I and Massey II heterozygotes. Genome. 1994a;37:679-689.

10. Dai K., Gillies C.B., Dollin A.E. Synaptonemal complex analysis of domestic sheep (Ovis aries) with Robertsonian translocations. III. Deficient pairing and NOR role in Massey III heterozygotes. Genome. 1994b;37:802-808.

11. Deniskova T.E., Sermyagin A.A., Bagirov V.A., Okhlopkov I.M., Gladyr E.A., Ivanov R.V., Brem G., Zinovieva N.A. Comparative analysis of the effectiveness of STR and SNP markers for intraspecific and interspecific differentiation of the genus Ovis. Russ. J. Genet. 2016; 52:79-84. DOI 10.1134/S1022795416010026.

12. Dobigny G., Britton-Davidian J., Robinson T.J. Chromosomal polymorphism in mammals: an evolutionary perspective. Biol. Rev. 2017;92(1):1-21. DOI 10.1111/brv.12213.

13. Dumas D., Britton-Davidian J. Chromosomal rearrangements and evolution of recombination: comparison of chiasma distribution patterns in standard and robertsonian populations of the house mouse. Genetics. 2002;162:1355-1366.

14. Dumas D., Catalan J., Britton-Davidian J. Reduced recombination patterns in Robertsonian hybrids between chromosomal races of the house mouse: chiasma analyses. Heredity (Edinb). 2015;114:56-64. DOI 10.1038/hdy.2014.69.

15. Ferguson-Smith M.A., Trifonov V. Mammalian karyotype evolution. Nat. Rev. Genet. 2007;8:950-962. DOI 10.1038/nrg2199.

16. Garagna S., Page J., Fernandez-Donoso R., Zuccotti M., Searle J.B. The Robertsonian phenomenon in the house mouse: mutation, meiosis and speciation. Chromosoma. 2014;123:529-544. DOI 10.1007/ s00412-014-0477-6.

17. Kleckner N., Storlazzi A., Zickler D. Coordinate variation in meiotic pachytene SC length and total crossover/chiasma frequency under conditions of constant DNA length. Trends Genet. 2003;19:623-628. DOI 10.1016/j.tig.2003.09.004.

18. Lichten M., Goldman A.S. Meiotic recombination hotspots. Annu. Rev. Genet. 1995;29:423. DOI 10.1146/annurev.ge.29.120195.002231.

19. Medarde N., Merico V., López-Fuster M.J., Zuccotti M., Garagna S., Ventura J. Impact of the number of Robertsonian chromosomes on germ cell death in wild male house mice. Chromosome Res. 2015;23:159-169. DOI 10.1007/s10577-014-9442-8.

20. Muñoz-Fuentes V., Marcet-Ortega M., Alkorta-Aranburu G., Linde Forsberg C., Morrell J.M., Manzano-Piedras E., Söderberg A., Daniel K., Villalba A., Toth A., Di Rienzo A., Roig I., Vilà C. Strong artificial selection in domestic mammals did not result in an increased recombination rate. Mol. Biol. Evol. 2015;32:510-523. DOI 10.1093/molbev/msu322.

21. Peters A.H., Plug A.W., van Vugt M.J., de Boer P. A drying-down technique for the spreading of mammalian meiocytes from the male and female germline. Chromosome Res. 1997;5:66-68.

22. Popescu C.P., Long S., Riggs P., Womack J., Schmutz S., Fries R., Gallagher D.S. Standardization of cattle karyotype nomenclature: Report of the committee for the standardization of the cattle karyotype. Cytogenet. Genome Res. 1996;74: 259-261. DOI 10.1159/000134429.

23. Reeves A. MicroMeasure: a new computer program for the collection and analysis of cytogenetic data. Genome. 2001;44:439-443.

24. Rogakou E.P., Pilch D.R., Orr A.H., Ivanova V.S., Bonner W.M. DNA double-stranded breaks induce histone H2AX phosphorylation on serine 139. J. Biol. Chem. 1998;273:5858-5868.

25. Ruiz-Herrera A., Vozdova M., Fernández J., Sebestova H., Capilla L., Frohlich J., Vara C., Hernández-Marsal A., Sipek J., Robinson T.J., Rubes J. Recombination correlates with synaptonemal complex length and chromatin loop size in bovids – insights into mammalian meiotic chromosomal organization. Chromosoma. 2017;126(5):615- 631. DOI 10.1007/s00412-016-0624-3.

26. Serebrovsky A.S. Hybridization of Animals. Moscow; Leningrad: Biomedgiz Publ., 1935. (in Russian) Turner J.M.A. Meiotic silencing in mammals. Annu. Rev. Genet. 2015; 49:395-412. DOI 10.1146/annurev-genet-112414-055145.

27. Zickler D., Kleckner N. Recombination, pairing, and synapsis of homologs during meiosis. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2015;7(6): a016626. DOI 10.1101/cshperspect.a016626.