Preview

Вавиловский журнал генетики и селекции

Расширенный поиск

Перспективы использования Illumina MiSeq для идентификации грибов арбускулярной микоризы

https://doi.org/10.18699/VJ19.38-o

Полный текст:

Аннотация

Грибы арбускулярной микоризы (АМГ) образуют один из наиболее распространенных симбиозов с большинством наземных растений. АМГ снабжают растение различными минеральными элементами, в первую очередь, фосфором, а также улучшают водоснабжение. Поиск наиболее симбиотически эффективных штаммов АМГ и создание на их основе микробных препаратов – важная задача современной биологии. Идентификация AМГ очень сложна. Это связано, прежде всего, с высоким генетическим полиморфизмом AMГ, а также с трудностями их выращивания без растения-хозяина. Морфологическая идентификация AMГ часто ненадежна из-за большого числа криптических видов. В последние годы увеличивается число работ по изучению биологического разнообразия AMГ, проводимых современными методами на основе NGS (Next Generation Sequencing), в частности Illumina MiSeq. В настоящее время остается много вопросов по идентификации АМГ. К наиболее важным из них относятся: выбор маркера для генетического штрих-кодирования AMГ – консервативных или вариабельных последовательностей, а также выбор праймеров – специфичных для AMГ или универсальных. В настоящей работе мы успешно использовали универсальные праймеры ITS3 и ITS4 для секвенирования с Illumina MiSeq региона 5.8S рДНК – ITS2, содержащего как консервативные, так и вариабельные участки. Этот подход для идентификации AMГ оказался достаточно эффективным и позволил достоверно идентифицировать 8 из 9 изолятов до уровня вида: 5 – Rhizophagus irregularis, 1 – R. invermaius, 1 – Paraglomus laccatum, 1 – Claroideoglomus etunicatum. Для всех изолятов R. irregularis показаны высокая вариабельность в области ITS и отсутствие связи c экотопом клад, образуемых ITS на филогенетических деревьях. Для изолята Acaulospora sp., определенного до рода, данные NCBI все еще недостаточны для точной идентификации AMГ рода Acaulospora до вида.

Об авторах

А. А. Крюков
Всероссийский научно исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии
Россия
Санкт-Петербург


A. O. Горбунова
Всероссийский научно исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии; Санкт-Петербургский государственный университет
Россия

Биологический факультет Санкт-Петербургского государственного университета

Санкт-Петербург



Э. M. Мачс
Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук
Россия
Санкт-Петербург


Ю. В. Михайлова
Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук
Россия
Санкт-Петербург


A. В. Родионов
Санкт-Петербургский государственный университет; Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук
Россия

Биологический факультет Санкт-Петербургского государственного университета

Санкт-Петербург



П. M. Журбенко
Ботанический институт им. В.Л. Комарова Российской академии наук
Россия
Санкт-Петербург


A. П. Юрков
Всероссийский научно исследовательский институт сельскохозяйственной микробиологии
Россия
Санкт-Петербург


Список литературы

1. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol. 1990;215:403-410. DOI 10.1016/S0022-2836(05)80360-2.

2. Aronesty E. Comparison of sequencing utility programs. TOBioiJ. 2013;7:1-8. DOI 10.2174/1875036201307010001.

3. Blaszkowski J. Definitions of morphological characters of spores of arbuscular fungi. 2003. Available at http://www.zor.zut.edu.pl/Glomeromycota/Definitions%20of%20spore%20characters.htm

4. Blaszkowski J. Species descriptions and illustrations. 2019. Available at http://www.zor.zut.edu.pl/

5. Bolger A.M., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: A flexible trimmer for Illumina Sequence Data. Bioinformatics. 2014;30(15):2114-2120. DOI 10.1093/bioinformatics/btu170.

6. Bruns T.D., Corradi N., Redecker D., Taylor J.W., Öpik M. Glomeromycotina: what is a species and why should we care? New Phytol. 2017. DOI 10.1111/nph.14913. Available at http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/nph.14913/full

7. Caporaso J.G., Kuczynski J., Stombaugh J., Bittinger K., Bushman F.D., Costello E.K., Fierer N., Peña A.G., Goodrich J.K., Gordon J.I., Huttley G.A., Kelley S.T., Knights D., Koenig J.E., Ley R.E., Lozupone C.A., Mcdonald D., Muegge B.D., Pirrung M., Reeder J., Sevinsky J.R., Turnbaugh P.J., Walters W.A., Widmann J., Yatsunenko T., Zaneveld J., Knight R. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data. Nat. Methods. 2010; 7(5):335-336. DOI 10.1038/nmeth.f.303.

8. Daubois L., Beaudet D., Hijri M., de la Providencia I. Independent mitochondrial and nuclear exchanges arising in Rhizophagus irregularis crossed-isolates support the presence of a mitochondrial segregation mechanism. BMC Microbiol. 2016;16(1):1-12. DOI 10.1186/s12866-016-0627-5.

9. De Castro O., Avino M., Di Maio A., Menale B., Guida M. Sanger and next generation sequencing in the characterisation of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) in Pancratium maritimum L. (Amaryllidaceae), a representative plant species of Mediterranean sand dunes. Planta. 2018;248(6):1443-1453. DOI 10.1007/s00425-018-2981-z.

10. Doyle J.J., Doyle J.L. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochem. Bull. 1987;19:11-15.

11. Edgar R.C. Search and сlustering orders of magnitude faster than BLAST. Bioinformatics (Oxford, England). 2010;26(19):2460- 2461. DOI 10.1093/bioinformatics/btq461.

12. Edgar R.C. UPARSE: Highly accurate OTU sequences from microbial amplicon reads. Nat. Methods. 2013;10:996-998. DOI 10.1038/nmeth.2604.

13. Edgar R.C. Updating the 97 % identity threshold for 16S ribosomal RNA OTUs. Bioinformatics. 2018;34(14):2371-2375. DOI 10.1093/bioinformatics/bty113.

14. Edgar R.C., Flyvbjerg H. Error filtering, pair assembly and error correction for next-generation sequencing reads. Bioinformatics. 2015; 31(21):3476-3482. DOI 10.1093/bioinformatics/btv401.

15. Helgason T., Daniell T.J., Husband R., Fitter A.H., Young J.P.W. Ploughing up the wood-wide web? Nature. 1998;394(6692):431431. DOI 10.1038/28764.

16. Hosny M., Gianinazzi-Pearson V., Dulieu H. Nuclear DNA content of 11 fungal species in Glomales. Genome. 1998;41(3):422-428. DOI 10.1139/g98-038.

17. INVAM. Species descriptions from reference cultures. 2019. Available at http://fungi.invam.wvu.edu/the-fungi/species-descriptions.html

18. Krüger M., Stockinger H., Krüger C., Schüßler A. DNA-based species level detection of Glomeromycota: one PCR primer set for all arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 2009;183(1):212-223. DOI 10.1111/j.1469-8137.2009.02835.x.

19. Kryukov A.A., Yurkov A.P. Optimization procedures for moleculargenetic identification of arbuscular mycorrhizal fungi in symbiotic phase on the example of two closely kindred strains. Mikologiya i Fitopatologiya = Mycology and Phytopathology. 2018;52(1):38-48. (in Russian)

20. Kryukov A.A., Yurkov A.P., Shishova M.F. Features of the molecular phylogeny of arbuscular mycorrhizal fungi based on the analysis of the SSU – ITS1–5.8SrRNA – ITS2 – LSU marker region. Estestvennye i Tekhnicheskie Nauki = Natural and Technical Sciences. 2017; 2:15-21. (in Russian)

21. Kumar S., Stecher G., Tamura K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 7.0 for bigger datasets. Mol. Biol. Evol. 2016;33:1870-1874. DOI 10.1093/molbev/msw054.

22. Lee E.H., Eo J.K., Ka K.H., Eom A.H. Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi and their roles in ecosystems. Mycobiology. 2013; 41(3):121-125. DOI 10.5941/MYCO.2013.41.3.121.

23. Lin K., Limpens E., Zhang Z., Ivanov S., Saunders D.G.O., Mu D., Pang E., Cao H., Cha H., Tao Lin T., Qian Zhou Q., Yi Shang Y., Ying Li Y., Trupti Sharma T., van Velzen R., de Ruijter N., Aanen D.K., Win J., Sophien Kamoun S., Ton Bisseling T., Geurts R., Huang S. Single nucleus genome sequencing reveals high similarity among nuclei of an endomycorrhizal fungus. PLoS Genet. 2014;10(1):e1004078. DOI 10.1371/journal.pgen.1004078.

24. NCBI. National Center for Biotechnology Information. 2018. Available at https://www.ncbi.nlm.nih.gov

25. Öpik M., Davison J., Moora M., Zobel M. DNA-based detection and identification of Glomeromycota: the virtual taxonomy of environmental sequences. Botany. 2014;92(2):135-147. DOI 10.1139/cjb2013-0110.

26. Öpik M., Metsis M., Daniell T.J., Zobel M., Moora M. Large-scale parallel 454 sequencing reveals host ecological group specificity of arbuscular mycorrhizal fungi in a boreonemoral forest. New Phytol. 2009;184(2):424-437. DOI 10.1111/j.1469-8137.2009.02920.x.

27. Öpik M., Vanatoa A., Vanatoa E., Moora M., Davison J., Kalwij J.M., Reier Ü., Zobel M. The online database MaarjAM reveals global and ecosystemic distribution patterns in arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota). New Phytol. 2010;188(1):223-241. DOI 10.1111/j.1469-8137.2010.03334.x.

28. Phillips J.M., Hayman D.S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transact. Brit. Mycol. Soc. 1970;55: 158-161. DOI 10.1016/S0007-1536(70)80110-3.

29. Razzauti M., Galan M., Bernard M., Maman S., Klopp C., Charbonnel N., Vayssier-Taussat M., Eloit M., Cosson J.-F. A comparison between transcriptome sequencing and 16S metagenomics for detection of bacterial pathogens in wildlife. PLoS Negl. Trop. Dis. 2015; 9(8):e0003929. DOI 10.1371/journal.pntd.0003929.

30. Rodionov A.V., Gnutikov A.A., Kotsinyan A.R. ITS1–5.8S rDNA– ITS2 sequense in the 35S рRNA genes as a marker in the reconstruction of cereal (Poaceae) phylogeny. Uspekhi Sovremennoy Biologii = Advances in Current Biology. 2016;136(5):416. (in Russian)

31. Rognes T., Flouri T., Nichols B., Quince C., Mahé F. VSEARCH: a versatile open source tool for metagenomics. PeerJ. 2016;4:e2584. DOI 10.7717/peerj.2584.

32. Salipante S.J., Kawashima T., Rosenthal C., Hoogestraat D.R., Cummings L.A., Sengupta D.J., Harkins T.T., Cookson B.T., Hoffman N.G. Performance comparison of Illumina and ion torrent next-generation sequencing platforms for 16S rRNA-based bacterial community profiling. Appl. Environ. Microbiol. 2014;80(24):7583-7591. DOI 10.1128/aem.02206-14.

33. Savary R., Masclaux F.G., Wyss T., Droh G., Corella J.C., Machado A.P., Morton J.B., Sanders I.R. A population genomics approach shows widespread geographical distribution of cryptic genomic forms of the symbiotic fungus Rhizophagus irregularis. ISME J. 2017;12(1):17-30. DOI 10.1038/ismej.2017.153.

34. Schenck N.C., Pérez Y. Manual for the Identification of VA Mycorrhizal Fungi. 3rd ed. Gainesville, FL: Synergistic Publ., 1990.

35. Schloss P.D. Application of a database-independent approach to assess the quality of operational taxonomic unit picking methods. mSystems. 2016;1(2):e00027-16.

36. Schoch C.L., Seifert K.A., Huhndorf S., Robert V., Spouge J.L., Levesque C.A., Chen W., Bolchacova E., Voigt K., Crous P.W., Miller A.N. Nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) region as a universal DNA barcode marker for fungi. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012;109:6241-6246. DOI 10.1073/pnas.1117018109.

37. Schüßler A. Glomeromycota species list. 2019. Available at http://www.amf-phylogeny.com/amphylo_species.html

38. Senés-Guerrero C., Schüßler A. A conserved arbuscular mycorrhizal fungal core-species community colonizes potato roots in the Andes. Fungal Divers. 2015;77(1):317-333. DOI 10.1007/s13225-015-0328-7.

39. Senés-Guerrero C., Torres-Cortés G., Pfeiffer S., Rojas M., Schüßler A. Potato-associated arbuscular mycorrhizal fungal communities in the Peruvian Andes. Mycorrhiza. 2014;24(6):405-417. DOI 10.1007/s00572-013-0549-0.

40. Stockinger H., Krüger M., Schüssler A. DNA barcoding of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 2010;187(2):461-474. DOI 10.1111/j.1469-8137.2010.03262.x.

41. Stockinger H., Peyret-Guzzon M., Koegel S., Bouffaud M.-L., Redecker D. The largest subunit of RNA polymerase II as a new marker gene to study assemblages of arbuscular mycorrhizal fungi in the field. PLoS One. 2014;9(10):e107783. DOI 10.1371/journal.pone.0107783.

42. Tamura K., Nei M. Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Mol. Biol. Evol. 1993;10:512-526. DOI 10.1093/oxfordjournals.molbev.a040023.

43. Tedersoo L., Anslan S., Bahram M., Põlme S., Riit T., Liiv I., Kõljalg U., Kisand V., Nilsson H., Hildebrand F., Bork P., Abarenkov K. Shotgun metagenomes and multiple primer pair-barcode combinations of amplicons reveal biases in metabarcoding analyses of fungi. MycoKeys. 2015;10:1-43. DOI 10.3897/mycokeys.10.4852.

44. Trouvelot A., Kough J.L., Gianinazzi-Pearson V. Mesure du taux de mycorhization VA d’un système radiculaire. Recherche de méthodes ayant une signification fonctionnelle. In: Gianinazzi-Pearson V., Gianinazzi S. (Eds.). Physiological and Genetical Aspects of Mycorrhizae. Paris: INRA-Press, 1986. (in French)

45. UNITE. Unified system for the DNA based fungal species linked to the classification Ver. 7.2. 2017. Available at https://unite.ut.ee

46. Vasar M., Andreson R., Davison J., Jairus T., Moora M., Remm M., Young J.P.W., Zobel M., Öpik M. Increased sequencing depth does not increase captured diversity of arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 2017;27(8):761-773. DOI 10.1007/s00572-017-0791-y.

47. Vorob’ev N.I., Yurkov A.P., Provorov N.A. Programma Vychisleniya Indeksov Mikorizatsii Kornei Rastenii = The Program for Calculation of Indexes of Plant Root Mycorrhization. Registration certificate of computer software Svid-vo No. 2016612112 ot 12.02.16 o gos. reg. programmy EVM. FGBNU VNIISKHM (RF). Zayavl. 21.12.2015. Opubl. 20.03.16 No. 2016612112, 12.02.16. FSBSI ARRIAM (RU). Appl. December 21, 2015. Publ. March 20, 2016. (in Russian)

48. White T.J., Bruns T., Lee S., Taylor J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. Innis M.A., Gelfand D.H., Sninsky J.J., White T.J. (Eds.). PCR Protocols: a Guide to Methods and Applications. San Diego: Academic Press, 1990.

49. Yurkov A.P., Jacobi L.M., Gapeeva N.E., Stepanova G.V., Shishova M.F. Development of arbuscular mycorrhiza in highly responsive and mycotrophic host plant – black medick (Medicago lupulina L.). Russian Journal of Developmental Biology. 2015;46(5):263-275. DOI 10.1134/S1062360415050082.

50. Yurkov A.P., Kozhemyakov A.P., Stepanova G.V. The effectiveness of some microbial bioproducts based on bacteria and fungi arbuscular mycorrhiza. Multifunctional Adaptive Fodder Production: Collection of Proceedings (Mnogofunktsional’noe Adaptivnoe Kormoproizvodstvo: Sbornik Trudov). 2018a;19:20-28. (in Russian)

51. Yurkov A.P., Kryukov A.A., Gorbunova A.O., Kozhemyakov A.P., Stepanova G.V., Machs E.M., Rodionov A.V., Shishova M.F. Molecular genetic identification of arbuscular mycorrhiza fungi. Ekologicheskaya Genetika = Ecological Genetics. 2018b;16(2)11-23. DOI 10.17816/ecogen16211-23. (in Russian)

52. Yurkov A.P., Kryukov A.A., Jacobi L.M., Kozhemyakov A.P., Shishova M.F. The relationship between the activity indicators and the effectiveness of arbuscular mycorrhiza fungi strains of various origin. Tavricheskiy Vestnik Agrarnoy Nauki = Tavrichesky Bulletin of Agrarian Science. 2017a;4(12):31-41. (in Russian)

53. Yurkov A.P., Laktionov Yu.V., Kozhemyakov A.P., Stepanova G.V. Analysis of the symbiotic efficiency of bacterial and fungal preparations on feed crops according to seed yield. Kormoproizvodstvo = Fodder Production. 2017b;3:16-21. (in Russian)


Просмотров: 177


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2500-0462 (Print)
ISSN 2500-3259 (Online)