Влияние диеты с повышенным содержанием жира на липидный профиль ооцитов мышей

Существуют предпосылки того, что у женщин с ожирением возможно снижение качества ооцитов. При этом остается неясным, как связано это изменение с ожирением: опосредованно или напрямую, через изменение содержания и/или состава липидов в ооцитах. Целью настоящей работы было изучение на мышах влияния богатой жирами диеты, применяемой к самкам-донорам, на качественный состав и общее количество липидов в незрелых и созревших in vivo ооцитах. Установлено, что диета, богатая липидами, приводит к увеличению массы тела самок мышей по сравнению с контролем (p < 0.001; 44.77±1.46 и 35.22±1.57 соответственно), а также уровня холестерина (p < 0.05; 2.06±0.10 и 1.78±0.10 соответственно) и триглицеридов (p < 0.05; 2.13±0.23 и 1.49±0.21 соответственно) в крови этих животных. Эта диета не повлияла на степень ненасыщенности внутриклеточных липидов незрелых (0.207±0.004 в эксперименте и 0.206±0.002 в контроле) и зрелых ооцитов (0.212±0.005 в эксперименте и 0.211±0.003 в контроле). При созревании ооцитов in vivo наблюдалось возрастание содержания внутриклеточных липидов. В зрелых ооцитах количество липидов было больше в экспериментальной группе по сравнению с контролем (p < 0.01; 8.15±0.37 и 5.83±0.14 соответственно). Выявлено увеличение количества внутриклеточных липидов при созревании ооцитов как после стандартной диеты (p < 0.05; 4.72±0.48 и 5.83±0.14 соответственно), так и после диеты, богатой жирами (p < 0.001; 3.45±0.62 и 8.15±0.37 соответственно). Таким образом, при созревании ооцитов мышей in vivo возрастает содержание внутриклеточных липидов, богатая жирами диета приводит к повышенному содержанию липидов в зрелых ооцитах.

1. Брусенцев Е.Ю., Мокроусова В.И., Игонина Т.Н., Рожкова И.Н., Амстиславский С.Я. Роль липидных гранул в развитии ооцитов и преимплантационных эмбрионов млекопитающих. Онтогенез. 2019;50(5):297-305. DOI 10.1134/S0475145019050100.

2. Amstislavsky S., Mokrousova V., Brusentsev E., Okotrub K., Comizzoli P. Influence of cellular lipids on cryopreservation of mammalian oocytes and preimplantation embryos: a review. Biopreserv. Biobank. 2019;17(1):76-83. DOI 10.1089/bio.2018.0039.

3. Bradley J., Pope I., Masia F., Sanusi R., Langbein W., Swann K., Borri P. Quantitative imaging of lipids in live mouse oocytes and early embryos using CARS microscopy. Development. 2016;143(12): 2238-2247. DOI 10.1242/dev.129908.

4. Bradley J., Swann K. Mitochondria and lipid metabolism in mammalian oocytes and early embryos. Int. J. Dev. Biol. 2019;63:93-103. DOI 10.1387/ijdb.180355ks.

5. Brinster R.L. Measuring embryonic enzyme activity. In: Daniel J.C. Jr. (Ed.). Method in Mammalian Embryology. San Francisco: Freeman, 1971;215-227.

6. Collado M., da Silveira J.C., Sangalli J.R., Andrade G.M., Sousa L.R.D.S., Silva L.A., Meirelles F.V., Perecin F. Fatty acid binding protein 3 and transzonal projections are involved in lipid accumulation during in vitro maturation of bovine oocytes. Sci. Rep. 2017;7(1):2645. DOI 10.1038/s41598-017-02467-9.

7. Dickey R.P., Xiong X., Gee R.E., Pridjian G. Effect of maternal height and weight on risk of preterm birth in singleton and twin births resulting from in vitro fertilization: a retrospective cohort study using the Society for Assisted Reproductive Technology Clinic Outcome Reporting System. Fertil. Steril. 2012;97(2):349-354. DOI 10.1016/j.fertnstert.2011.11.017.

8. Dunning K.R., Russell D.L., Robker R.L. Lipids and oocyte developmental competence: the role of fatty acids and β-oxidation. Reproduction. 2014;148(1):15-27. DOI 10.1530/REP-13-0251.

9. Ellenrieder L., Opalinski L., Becker L., Kruger V., Mirus O., Straub S.P., Ebell K., Flinner N., Stiller S.B., Guiard B., Meisinger C., Wiedemann N., Schleiff E., Wagner R., Pfanner N., Becker T. Separating mitochondrial protein assembly and endoplasmic reticulum tethering by selective coupling of Mdm10. Nat. Commun. 2016;7:13021. DOI 10.1038/ncomms13021.

10. Genicot G., Leroy J.L.M.R., Van Soom A., Donnay I. The use of a fluorescent dye, Nile red, to evaluate the lipid content of single mammalian oocytes. Theriogenology. 2005;63(4):1181-1194. DOI 10.1016/j.theriogenology.2004.06.006.

11. Hillier S.G., Siddiquey A.K., Winston R.M. Fertilization in vitro of cumulus-enclosed mouse oocytes: effect of timing of the ovulatory hCG injection. Int. J. Fertil. 1985;30(2):34-38.

12. Hogan B., Beddington R., Costantini F., Lacy E. Manipulating the Mouse Embryo. A Laboratory Manual. 2nd ed. New York: Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, 1994.

13. Kruip T.A., Cran D.G., Van Beneden T.H., Dieleman S.J. Structural changes in bovine oocytes during final maturation in vivo. Mol. Reprod. Dev. 1983;8(1):29-47. DOI 10.1002/mrd.1120080105.

14. Li J., Wang S., Wang B., Wei H., Liu X., Hao J., Duan Y., Hua J., Zheng X., Feng X., Yan X. High-fat-diet impaired mitochondrial function of cumulus cells but improved the efficiency of parthenogenetic embryonic quality in mice. Anim. Cells Syst. (Seoul). 2018; 22(4):243-252. DOI 10.1080/19768354.2018.1497707.

15. Ma W., Yang X., Liang X. Obesity does not aggravate vitrification injury in mouse embryos: a prospective study. Reprod. Biol. Endocrinol. 2012;10:68. DOI 10.1186/1477-7827-10-68.

16. Minge C.E., Bennett B.D., Norman R.J., Robker R.L. Peroxisome proliferator-activated receptor-gamma agonist rosiglitazone reverses the adverse effects of diet-induced obesity on oocyte quality. Endocrinology. 2008;149(5):2646-2656. DOI 10.1210/en.2007-1570.

17. Okotrub K.A., Amstislavsky S.Y., Surovtsev N.V. Raman spectroscopy reveals the lipid phase transition in preimplantation mouse embryos during freezing. Arch. Biochem. Biophys. 2017;635:37-43. DOI 10.1016/j.abb.2017.10.001.

18. Pantasri T., Wu L.L., Hull M.L., Sullivan T.R., Barry M., Norman R.J., Robker R.L. Distinct localisation of lipids in the ovarian follicular environment. Reprod. Fertil. Dev. 2015;27(4):593-601. DOI 10.1071/RD14321.

19. Robker R.L. Evidence that obesity alters the quality of oocytes and embryos. Pathophysiology. 2008;15(2):115-121. DOI 10.1016/j.pathophys.2008.04.004.

20. Romek M., Gajda B., Krzysztofowicz E., Kepczynski M., Smorag Z. New technique to quantify the lipid composition of lipid droplets in porcine oocytes and pre-implantation embryos using Nile Red fluorescent probe. Theriogenology. 2011;75(1):42-54. DOI 10.1016/j.theriogenology.2010.06.040.

21. Souter I., Baltagi L.M., Kuleta D., Meeker J.D., Petrozza J.C. Women, weight, and fertility: the effect of body mass index on the outcome of superovulation/intrauterine insemination cycles. Fertil. Steril. 2011; 95(3):1042-1047. DOI 10.1016/j.fertnstert.2010.11.062.

22. Thiam A.R., Farese R.V. Jr., Walther T.C. The biophysics and cell biology of lipid droplets. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2013;14(12):775. DOI 10.1038/nrm3699.

23. Valckx S.D., Arias-Alvarez M., De Pauw I., Fievez V., Vlaeminck B., Fransen E., Bols P.E., Leroy J.L. Fatty acid composition of the follicular fluid of normal weight, overweight and obese women undergoing assisted reproductive treatment: a descriptive cross-sectional study. Reprod. Biol. Endocrinol. 2014;12:13. DOI 10.1186/1477-7827-12-13.

24. Walther T.C., Farese R.V. The life of lipid droplets. Biochim. Biophys. Acta. 2009;1791(6):459-466. DOI 10.1016/j.bbalip.2008.10.009.

25. Welte M.A., Gould A.P. Lipid droplet functions beyond energy storage. Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Biol. Lipids. 2017;1862(10): 1260-1272. DOI 10.1016/j.bbalip.2017.07.006.

26. Wu L.L., Dunning K.R., Yang X., Russell D.L., Lane M., Norman R.J., Robker R.L. High-fat diet causes lipotoxicity responses in cumulusoocyte complexes and decreased fertilization rates. Endocrinology. 2010;151(11):5438-5445. DOI 10.1210/en.2010-0551.

27. Zeron Y., Sklan D., Arav A. Effect of polyunsaturated fatty acid supplementation on biophysical parameters and chilling sensitivity of ewe oocytes. Mol. Reprod. Dev. 2002;61:271-278. DOI 10.1002/mrd.1156.