Субкомпартментационная оксфосомная модель организации фосфорилирующей системы митохондрий

Система окислительного фосфорилирования (ОКСФОС) митохондрий поддерживает все жизненно важные энергозатратные процессы в клетках эукариот, обеспечивая их энергией в форме АТФ. Ферменты ОКСФОС (комплексы I–V) локализуются во внутренней мембране митохондрий, преимущественно в кристном субкомпартменте. К настоящему времени получен значительный объем данных, указывающих на то, что дыхательные комплексы I, III2 и IV в условиях in vivo могут физически взаимодействовать друг с другом в различной стехиометрии, образуя суперкомплексы. Несмотря на активное накопление знаний о структуре основных суперкомплексов системы ОКСФОС, ее физическая и функциональная организация in vivo остается неясной. Современные модели организации ОКСФОС во внутренней мембране митохондрий противоречивы и предполагают существование либо высокоорганизованных дыхательных цепочек, либо, наоборот, набора случайно расположенных дыхательных суперкомплексов и комплексов. При этом предполагается, что АТФ-синтаза (комплекс V) не образует ассоциаций с дыхательными ферментами и работает автономно. Наши последние данные, полученные на митохондриях этиолированных побегов гороха, указывают на возможность физической ассоциации дыхательных суперкомплексов и димерной АТФ-синтазы. Эта информация позволила пересмотреть существующие представления об организации фосфорилирующей системы и предложить новую субкомпартментационную оксфосомную модель. Согласно новой модели, значительная часть комплексов ОКСФОС формирует оксфосомы, которые в определенной стехиометрии включают комплексы I–V и располагаются преимущественно в кристном субкомпартменте митохондрий в виде высокоорганизованных цепочек или «патчей», представляющих собой «мини-фабрики» по производству АТФ. Предполагается, что такая организация способствует увеличению эффективности работы системы ОКСФОС; открывает новые возможности для регуляции ее активности и в той или иной степени может определять морфологию внутренней мембраны митохондрий. В обзоре подробно обсуждается предлагаемая модель. Для лучшего понимания вопроса кратко рассмотрена история развития представлений об организации системы ОКСФОС с акцентом на современные модели, а также приведены накопленные за последние сорок лет основные экспериментальные данные, подтверждающие обоснованность оксфосомной гипотезы.

1. Acín-Pérez R., Enríquez J.A. The function of the respiratory supercomplexes: the plasticity model. Biochim. Biophys. Acta. 2014;1837(4): 444-450. DOI 10.1016/j.bbabio.2013.12.009.

2. Acín-Pérez R., Fernández-Silva P., Peleato M.L., Pérez-Martos A., Enriquez J.A. Respiratory active mitochondrial supercomplexes. Mol. Cell. 2008;32(4):529-539. DOI 10.1016/j.molcel.2008.10.021.

3. Allen R.D., Schroeder C.C., Fok A.K. An investigation of mitochondrial inner membranes by rapid-freeze deep-etch techniques. J. Cell Biol. 1989;108(6):2233-2240. DOI 10.1083/jcb.108.6.2233.

4. Antonenko Y.N., Kovbasnjuk O.N., Yaguzhinsky L.S. Evidence in favor of the existence of a kinetic barrier for proton transfer from a surface of bilayer phospholipid membrane to bulk water. Biochim. Biophys. Acta. 1993;1150(1):45-50.

5. Boyle G.M., Roucou X., Nagley P., Devenish R.J., Prescott M. Identification of subunit g of yeast mitochondrial F1F0-ATP synthase, a protein required for maximal activity of cytochrome c oxidase. Eur. J. Biochem. 1999;262(2):315-323. DOI 10.1046/j.1432-1327.1999.00345.x.

6. Bultema J.B., Braun H.P., Boekema E.J., Kouril R. Megacomplex organization of the oxidative phosphorylation system by structural analysis of respiratory supercomplexes from potato. Biochim. Biophys. Acta. 2009;1787(1):60-67. DOI 10.1016/j.bbabio.2008.10.010.

7. Chaban Y., Boekema E.J., Dudkina N.V. Structures of mitochondrial oxidative phosphorylation supercomplexes and mechanisms for their stabilisation. Biochim. Biophys. Acta. 2014;1837(4):418-426. DOI 10.1016/j.bbabio.2013.10.004.

8. Chance B., Williams G.R. The respiratory chain and oxidative phosphorylation. Adv. Enzymol. Relat. Subj. Biochem. 1956;17:65-134. DOI 10.1002/9780470122624.ch2.

9. Dubinin J., Braun H.P., Schmitz U., Colditz F. The mitochondrial proteome of the model legume Medicago truncatula. Biochim. Biophys. Acta. 2011;1814(12):1658-1668. DOI 10.1016/j.bbapap.2011.08.008.

10. Enríquez J.A. Supramolecular organization of respiratory complexes. Annu. Rev. Physiol. 2016;78:533-561. DOI 10.1146/annurev-physiol021115-105031.

11. Eremeev S.A., Yaguzhinsky L.S. On local coupling of electron transport and ATP-synthesis system in mitochondria. Theory and experiment. Biochemistry (Moscow). 2015;80(5):576-581. DOI 10.1134/S0006297915050089.

12. Eubel H., Jänsch L., Braun H.P. New insights into the respiratory chain of plant mitochondria. Supercomplexes and a unique composition of complex II. Plant Physiol. 2003;133(1):274-286. DOI 10.1104/pp.103.024620.

13. Gilkerson R.W., Selker J.M., Capaldi R.A. The cristal membrane of mitochondria is the principal site of oxidative phosphorylation. FEBS Lett. 2003;546(2-3):355-358. DOI 10.1016/s0014-5793(03)00633-1.

14. Guigas G., Weiss M. Effects of protein crowding on membrane systems. Biochim. Biophys. Acta. 2016;1858(10):2441-2450. DOI 10.1016/j.bbamem.2015.12.021.

15. Hackenbrock C.R., Chazotte B., Gupte S.S. The random collision model and a critical assessment of diffusion and collision in mitochondrial electron transport. J. Bioenerg. Biomembr. 1986;18(5):331- 368. DOI 10.1007/BF00743010.

16. Keilin D. Cytochrome and intracellular oxidase. Proc. R. Soc. Lond. B. 1930;106(746):418-444. Available at: http://www.jstor.org/stable/81448.

17. Keilin D., Hartree E. Cytochrome and cytochrome oxidase. Proc. R. Soc. B. 1939;127(847):167-191. DOI 10.1098/rspb.1939.0016.

18. Keilin D., Hartree E.F. Activity of the succinic dehydrogenase-cytochrome system in different tissue preparations. Biochem. J. 1949; 44(2):205-218. DOI 10.1042/bj0440205.

19. Krasinskaya I.P., Marshansky V.N., Dragunova S.F., Yaguzhinsky L.S. Relationships of respiratory chain and ATP-synthetase in energized mitochondria. FEBS Lett. 1984;167(1):176-180. DOI 10.1016/0014-5793(84)80856-x.

20. Krause F., Reifschneider N.H., Vocke D., Seelert H., Rexroth S., Dencher N.A. “Respirasome”-like supercomplexes in green leaf mitochondria of spinach. J. Biol. Chem. 2004;279(46):48369-48375. DOI 10.1074/jbc.M406085200.

21. Kühlbrandt W. Structure and mechanisms of F-type ATP synthases. Annu. Rev. Biochem. 2019;88:515-549. DOI 10.1146/annurevbiochem-013118-110903.

22. Lehninger A. Respiratory-energy transformation. Rev. Mod. Phys. 1959;31:136-146. DOI 10.1103/RevModPhys.31.136.

23. Lenaz G., Genova M.L. Supramolecular organisation of the mitochondrial respiratory chain: a new challenge for the mechanism and control of oxidative phosphorylation. Adv. Exp. Med. Biol. 2012;748: 107-144. DOI 10.1007/978-1-4614-3573-0_5.

24. Luzikov V.N. Principles of control over formation of structures responsible for respiratory functions of mitochondria. Biochemistry (Moscow). 2009;74(13):1443-1456. DOI 10.1134/s0006297909130021.

25. Miranda-Astudillo H., Colina-Tenorio L., Jiménez-Suárez A., Vázquez-Acevedo M., Salin B., Giraud M.F., Remacle C., Cardol P., González-Halphen D. Oxidative phosphorylation supercomplexes and respirasome reconstitution of the colorless alga Polytomella sp. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 2018;1859(6):434-444. DOI 10.1016/j.bbabio.2018.03.004.

26. Mitchell P. Coupling of phosphorylation to electron and hydrogen transfer by a chemi-osmotic type of mechanism. Nature. 1961;191: 144-148. DOI 10.1038/191144a0.

27. Motovilov K.A., Yurkov V.I., Volkov E.M., Yaguzhinsky L.S. Properties and new methods of non-equilibrium membrane bound proton fraction research under conditions of proton pump activation. Biochem. (Moscow) Suppl. Ser. A: Membr. Cell Biol. 2009;3(4):478- 487. DOI 10.1134/S1990747809040163.

28. Nübel E., Wittig I., Kerscher S., Brandt U., Schägger H. Two-dimensional native electrophoretic analysis of respiratory supercomplexes from Yarrowia lipolytica. Proteomics. 2009;9(9):2408-2418. DOI 10.1002/pmic.200800632.

29. Peters K., Nießen M., Peterhänsel C., Späth B., Hölzle A., Binder S., Marchfelder A., Braun H.-P. Complex I–complex II ratio strongly differs in various organs of Arabidopsis thaliana. Plant Mol. Biol. 2012;79(3):273-284. DOI 10.1007/s11103-012-9911-4.

30. Qiu Z.H., Yu L., Yu C.A. Spin-label electron paramagnetic resonance and differential scanning calorimetry studies of the interaction between mitochondrial cytochrome c oxidase and adenosine triphosphate synthase complex. Biochemistry. 1992;31(12):3297-3302. DOI 10.1021/bi00127a036.

31. Rich P.R. A generalised model for the equilibration of quinone pools with their biological donors and acceptors in membrane-bound electron transfer chains. FEBS Lett. 1981;130(2):173-178. DOI 10.1016/0014-5793(81)81113-1.

32. Saddar S., Dienhart M.K., Stuart R.A. The F1F0-ATP synthase complex influences the assembly state of the cytochrome bc1-cytochrome oxidase supercomplex and its association with the TIM23 machinery. J. Biol. Chem. 2008;283(11):6677-6686. DOI 10.1074/jbc.M708440200.

33. Schägger H. Respiratory chain supercomplexes of mitochondria and bacteria. Biochim. Biophys. Acta. 2002;1555(1-3):154-159. DOI 10.1016/s0005-2728(02)00271-2.

34. Schägger H., Pfeiffer K. Supercomplexes in the respiratory chains of yeast and mammalian mitochondria. EMBO J. 2000;19(8):1777- 1783. DOI 10.1093/emboj/19.8.1777.

35. Schlame M. Protein crowding in the inner mitochondrial membrane. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 2021;1862(1):148305. DOI 10.1016/j.bbabio.2020.148305.

36. Skulachev V.P. The localized ∆μ/H+ problem. The possible role of the local electric field in ATP synthesis. FEBS Lett. 1982;146(1):1-4. DOI 10.1016/0014-5793(82)80692-3.

37. Solodovnikova I.M., Iurkov V.L., Ton’shin A.A., Iaguzhinskiĭ L.S. Local coupling of respiration processes and phosphorylation in rat liver mitochondria. Biofizika = Biophysics. 2004;49(1):47-56. (in Russian)

38. Strecker V., Wumaier Z., Wittig I., Schägger H. Large pore gels to separate mega protein complexes larger than 10 MDa by blue native electrophoresis: isolation of putative respiratory strings or patches. Proteomics. 2010;10(18):3379-3387. DOI 10.1002/pmic.201000343.

39. Tu S.I., Okazaki H., Ramirez F., Lam E., Marecek J.F. Mutual regulation between mitochondrial ATPase and respiratory chain activities. Arch. Biochem. Biophys. 1981;210(1):124-131. DOI 10.1016/0003-9861(81)90172-7.

40. Ukolova I.V., Kondakova M.A., Kondratov I.G., Sidorov A.V., Borovskii G.B., Voinikov V.K. New insights into the organisation of the oxidative phosphorylation system in the example of pea shoot mitochondria. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 2020;1861(11):148264. DOI 10.1016/j.bbabio.2020.148264.

41. Vogel F., Bornhövd C., Neupert W., Reichert A.S. Dynamic subcompartmentalization of the mitochondrial inner membrane. J. Cell Biol. 2006;175(2):237-247. DOI 10.1083/jcb.200605138.

42. Vonck J. Supramolecular organization of the respiratory chain. In: Sazanov L. (Ed.). A Structural Perspective on Respiratory Complex I. Dordrecht: Springer, 2012;247-277. DOI 10.1007/978-94-007-4138-6_12.

43. Williams R.J. Possible functions of chains of catalysts. J. Theor. Biol. 1961;1:1-17. DOI 10.1016/0022-5193(61)90023-6.

44. Wittig I., Schägger H. Supramolecular organization of ATP synthase and respiratory chain in mitochondrial membranes. Biochim. Biophys. Acta. 2009;1787(6):672-680. DOI 10.1016/j.bbabio.2008.12.016.

45. Yaguzhinsky L.S., Yurkov V.I., Krasinskaya I.P. On the localized coupling of respiration and phosphorylation in mitochondria. Biochim. Biophys. Acta. 2006;1757(5-6):408-414. DOI 10.1016/j.bbabio.2006.04.001.