Трансмиссия вироида веретеновидности клубней картофеля между Phytophthora infestans и растениями-хозяевами

Вироид веретеновидных клубней картофеля (ВВКК) представляет собой кольцевую одноцепочечную РНК длиной 356–363 нуклеотида, в которой отсутствуют какие-либо последовательности, кодирующие белок. ВВКК является экономически значимым заболеванием картофеля, имеющим статус карантинного. Известно, что ВВКК передается механически при вегетативном размножении растений, через инфицированную пыльцу и с помощью тлей. Целью данного исследования было определение возможности передачи ВВКК (штамм VP87) от растений картофеля и томата, зараженных вироидом, патогену Phytophthora infestans (Mont.) de Bary и от P. infestans – растениям картофеля и томата. Cорта картофеля Гала, Коломба и Ривьера, инфицированные ВВКК, инокулировали изолятом P. infestans PiVZR18; через 7 дней после появления симптомов фитофтороза провели повторное выделение P. infestans в чистую культуру на ржаной агар. Через 14 дней культивирования P. infestans на ржаном агаре в смеси мицелия и спорангиев методом ОТ-ПЦР был обнаружен ВВКК. ВВКК-инфицированным изолятом P. infestans (PiPSTVdv+) провели инокуляцию растений томата сорта Загадка и растений картофеля сорта Гала. Через 60 дней в листьях томата сорта Загадка методом ОТ-ПЦР с праймерами Р3/Р4 был выявлен диагностический продукт амплификации 360 п. о., свидетельствующий об успешной трансмиссии ВВКК изолятом PiVZR18v+. Результаты были подтверждены секвенированием продукта амплификации ВВКК. Нуклеотидная последовательность вироида в растении томата, зараженном изолятом PiVZR18v+, оказалась на 99.5 % идентичной использованному в эксперименте штамму VP87. Для доказательства возможности сохранения вироида в чистой культуре P. infestans изолят PiVZR18v+ пассировали на ржаном агаре с интервалом 30 дней. После трех последовательных пассажей на ржаном агаре ВВКК был диагностирован в культуре изолята, что подтверждено секвенированием продукта амплификации с вироид-специфичными праймерами. В субкультуре P. infestans после восьмого пассажа на ржаном агаре ВВКК не обнаруживался. Полученные данные свидетельствуют о двунаправленной передаче ВВКК в патосистеме P. infestans – растение-хозяин.

1. Andika I.B., Weia Sh., Cao Ch., Salaipetha L., Kondo H., Suna L. Phytopathogenic fungus hosts a plant virus: a naturally occurring cross-kingdom viral infection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017;114(46):12267-12272. DOI 10.1073/pnas.1714916114.

2. Behjatnia A., Dry I., Krake L., Condé B.D., Connelly M.I., Randles J., Rezaian M.A. New potato spindle tuber viroid and tomato leaf curl geminivirus strains from a wild Solanum sp. Phytopathology. 1996;86:880-886. DOI 10.1094/Phyto-86-880.

3. Bhat Al.I., Rao G.P. Characterization of Plant Viruses. Methods and Protocols. Humana, New York: Springer Science+Business Media, 2020. DOI 10.1007/978-1-0716-0334-5_1.

4. Black W., Mastenbroek C., Mills W.R., Peterson L.C. A proposal for an international nomenclature of races of Phytophthora infestans and of genes controlling immunity in Solanum demissum derivatives. Euphytica. 1953;2:173-178. DOI 10.1007/BF00053724.

5. Brown D.J.F., Ploeg A.T., Robinson D.J. A review of reported associations between Trichodorus and Paratrichodorus species (Nematoda : Trichodoridae) and tobraviruses with a description of laboratory methods for examining virus transmission by trichodorids. Rev. Nématol. 1989;12(3):235-241.

6. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin. 2011. Potato spindle tuber viroid on potato. 2011;41(3):394-399.

7. Cai Q., Qiao L., Wang M., He B., Lin F.M., Palmquist J., Huang S.D., Jin H. Plants send small RNAs in extracellular vesicles to fungal pathogen to silence virulence genes. Science. 2018;360:1126-1129. DOI 10.1126/science.aar4142.

8. Cottilli P., Belda-Palazón B., Adkar-Purushothama C.R., Perreault J.-P., Schleiff E., Rodrigo I., Ferrando A., Lisón P. Citrus exocortis viroid causes ribosomal stress in tomato plants. Nucleic Acids Res. 2019;47(16):8649-8661. DOI 10.1093/nar/gkz679.

9. Diener T.O., Raymer W.B. Potato spindle tuber virus: a plant virus with properties of a free nucleic acid. II. Characterization and partial purification. Virology. 1969;37(3):351-366. DOI 10.1016/0042-6822(69)90219-0.

10. Fernow K.H., Peterson L.C., Plaisted R.L. Spindle tuber virus in seeds and pollen of infected plants. Am. Potato J. 1970;47:75-80. DOI 10.1007/BF02864807.

11. Gross H.J., Domdey H., Lossow C., Jank P.R.M., Alberty H., Sänger H.L. Nucleotide sequence and secondary structure of potato spindle tuber viroid. Nature. 1978;273:203-208. DOI 10.1038/273203a0.

12. Han L., Luan Y.-S. Horizontal transfer of small RNAs to and from plants. Front. Plant Sci. 2015;6:1113. DOI 10.3389/fpls.2015.01113.

13. Hou Y., Zhai Y., Feng L., Karimi H.Z., Rutter B.D., Zeng L., Choi D.S., Zhang B., Gu W., Chen X., Ye W., Innes R.W., Zhai J., Ma W. A Phytophthora effector suppresses trans-kingdom RNAi to promote disease susceptibility. Cell Host Microbe. 2019;25(1):153-165.e5. DOI 10.1016/j.chom.2018.11.007.

14. Jahan S.N., Åsman A.K.M., Corcoran P., Fogelqvist J., Vetukuri R.R., Dixelius C. Plant-mediated gene silencing restricts growth of the potato late blight pathogen Phytophthora infestans. J. Exp. Bot. 2015;66:2785-2794. DOI 10.1093/jxb/erv094.

15. Kastalyeva T.B., Mozhaeva K.A., Pisetskaya N.F., Romanova S.A., Trofimets L.N. The potato spindle tuber viroid and bringing potato into a healthy state. Vestnik RASKHN = Herald of the Russian Academy of Agricultural Sciences. 1992;3:22-24. (in Russian)

16. Khavkin E.E. Potato late blight as a model of pathogen-host plant coevolution. Russ. J. Plant Physiol. 2015;62(3):408-419. DOI 10.1134/S1021443715030103.

17. Kryczyński S., Paduch-Cichal E.L., Skrzeczkowski J. Transmission of three viroids through seed and pollen of tomato plants. J. Phytopathol. 1988;121(1):51-57. DOI 10.1111/j.1439-0434.1988.tb00952.x.

18. Leesutthiphonchai W., Vu A.L., Ah-Fong A.M.V., Judelson H.S. How does Phytophthora infestans evade control efforts? Modern insight into the late blight disease. Phytopathology. 2018;108(8):916-924. DOI 10.1094/PHYTO-04-18-0130-IA.

19. Mackie A.E., Rodoni B.C., Barbetti M.J., McKirdy S.J., Jones R.A.C. Potato spindle tuber viroid: alternative host reservoirs and strain found in a remote subtropical irrigation area. Eur. J. Plant Pathol. 2016;145(2):433-446. DOI 10.1007/s10658-016-0857-2.

20. Manzer F.E., Merriam D. Field transmission of potato spindle tuber virus and virus X by cultivating and hilling equipment. Am. Potato J. 1961;38:346-352.

21. Mascia T., Vučurović A., Minutillo S.A., Nigro F., Labarile R., Savoia M.A., Palukaitis P., Gallitelli D. Infection of Colletotrichum acutatum and Phytophthora infestans by taxonomically different plant viruses. Eur. J. Plant Pathol. 2019;153(4):1001-1017. DOI 10.1007/s10658-018-01615-9.

22. Matsushita Y., Yanagisawa H. Distribution of Tomato planta macho viroid in germinating pollen and transmitting tract. Virus Genes. 2018;54:124-129. DOI 10.1007/s11262-017-1510-7.

23. Matsushita Y., Yanagisawa H., Khiutti A., Mironenko N., Ohto Y., Afanasenko O. Genetic diversity and pathogenicity of potato spindle tuber viroid and chrysanthemum stunt viroid isolates in Russia. Eur. J. Plant Pathol. 2021;161:529-542. DOI 10.1007/s10658-021-02339-z.

24. Mazumdar P., Singh P., Kethiravan D., Ramathani I., Ramakrishnan N. Late blight in tomato: insights into the pathogenesis of the aggressive pathogen Phytophthora infestans and future research priorities. Planta. 2021;253(6):119. DOI 10.1007/s00425-021-03636-x.

25. Medina M.V., Platt H.W. Comparison of different culture media on the mycelial growth, sporangia and oospore production of Phytophthora infestans. Am. J. Potato Res. 1999;76:121-125. DOI 10.1007/BF02853576.

26. Mertelik J., Kloudova K., Cervena G., Necekalova J., Mikulkova H., Levkanicova Z., Dedic P., Ptacek J. First report of Potato spindle tuber viroid (PSTVd) in Brugmansia spp., Solanum jasminoides, Solanum muricatum and Petunia spp. in the Czech Republic. Plant Pathol. 2010;59(2):392. DOI 10.1111/j.1365-3059.2009.02115.x.

27. Owens R.A., Khurana S.M.P., Smith D.R., Singh M.N., Garg I.D. A new mild strain of potato spindle tuber viroid isolated from wild Solanum spp. in India. Plant Dis. 1992;76(5):527-529. DOI 10.1094/PD-76-0527.

28. Pearson M.N., Beever R.E., Boine B., Arthur K. Mycoviruses of filamentous fungi and their relevance to plant pathology. Mol. Plant Pathol. 2009;10(1):115-128. DOI 10.1111/j.1364-3703.2008.00503.x.

29. Pfannenstiel M.A., Slack S.A. Response of potato cultivars to infection by the potato spindle tuber viroid. Phytopathology. 1980;70(9):922-926. DOI 10.1094/Phyto-70-922.

30. Puchta H., Herold T., Verhoeven K., Roenhorst A., Ramm K., SchmidtPuchta W., Sänger H.L. A new strain of potato spindle tuber viroid (PSTVd-N) exhibits major sequence differences as compared to all other PSTVd strains sequenced so far. Plant Mol. Biol. 1990;15(3):509-511. DOI 10.1007/BF00019169.

31. Querci M., Owens R.A., Bartolini I., Lazarte V., Salazar L.F. Evidence for heterologous encapsidation of potato spindle tuber viroid in particles of potato leafroll virus. J. Gen. Virol. 1997;78(Pt.6):1207-1211. DOI 10.1099/0022-1317-78-6-1207.

32. Ristaino J.B., Madritch M., Trout C.L., Parra G. PCR amplification of ribosomal DNA for species identification in the plant pathogen genus Phytophthora. Appl. Environ. Microbiol. 1998;64(3):948-954. DOI 10.1128/AEM.64.3.948–954.

33. Salazar L.F., Querci M., Bartolini I., Lazarte V. Aphid transmission of potato spindle tuber viroid assisted by potato leafroll virus. Fitopatologia. 1995;30(1):56-58.

34. Serra P., Carbonell A., Navarro B., Gago-Zachert S., Li S., Di Serio F., Flores R. Symptomatic plant viroid infections in phytopathogenic fungi: a request for a critical reassessment. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2020;117(19):10126-10128. DOI 10.1073/pnas.1922249117.

35. Singh R.P. Seed transmission of potato spindle tuber virus in tomato and potato. Am. Potato J. 1970;47:225-227. DOI 10.1007/BF02872303.

36. Singh R.P. Experimental host range of the potato spindle tuber ‘virus’. Am. Potato J. 1973;50:111-123. DOI 10.1007/BF02857207.

37. Singh R.P., Boucher A., Somerville T.H. Detection of Potato spindle tuber viroid in the pollen and various parts of potato plant pollinated with viroid-infected pollen. Plant Dis. 1992;76:951-953.

38. Singh S., Awasthi L.P., Jangre A., Nirmalkar V.K. Chapter 22 – Transmission of plant viruses through soil-inhabiting nematode vectors. In: Awasthi L.P. (Ed.) Applied Plant Virology. Acad. Press, 2020;291-300. DOI 10.1016/B978-0-12-818654-1.00022-0.

39. Sutela S., Poimala A., Vainio E.J. Viruses of fungi and oomycetes in the soil environment. FEMS Microbiol. Ecol. 2019;95(9):fiz119. DOI 10.1093/femsec/fiz119.

40. Syller J., Marczewski W., Pawłowicz J. Transmission by aphids of potato spindle tuber viroid encapsidated by potato leafroll luteovirus particles. Eur. J. Plant Pathol. 1997;103:285-289. DOI 10.1023/A:1008648822190.

41. Takeda R., Ding B. Viroid intercellular trafficking: RNA motifs, cellular factors and broad impacts. Viruses. 2009;1(2):210-221. DOI 10.3390/v1020210.

42. Verhoeven J.T.J., Roenhorst J.W. High stability of original predominant pospiviroid genotypes upon mechanical inoculation from ornamentals to potato and tomato. Arch. Virol. 2010;155:269-274. DOI 10.1007/s00705-009-0572-9.

43. Vetukuri R.R., Åsman A.K.M., Tellgren-Roth C., Jahan S.N., Reimegård J., Fogelqvist J., Savenkov E., Söderbom F., Avrova A.O., Whisson S.C., Dixelius C. Evidence for small RNAs homologous to effector-encoding genes and transposable elements in the oomycete Phytophthora infestans. PLoS One. 2012;7(12):e51399. DOI 10.1371/journal.pone.0051399.

44. Wang M., Dean R.A. Movement of small RNAs in and between plants and fungi. Mol. Plant Pathol. 2020;21:589-601. DOI 10.1111/mpp.12911.

45. Wei Sh., Bian R., Andika I.B., Niu E., Liu Q., Kondo H., Yang L., Zhou H., Pang T., Lian Z., Liu X., Wu Y., Sun L. Symptomatic plant viroid infections in phytopathogenic fungi. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2019;116(26):13042-13050. DOI 10.1073/pnas.1900762116.

46. Wei S., Bian R., Andika I.B., Niu E., Liu Q., Kondo H., Yang L., Zhou H., Pang T., Lian Z., Liu X., Wu Y., Sun L. Nucleotide substitutions in plant viroid genomes that multiply in phytopathogenic fungi. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2020;117(19):10129-10130. DOI 10.1073/pnas.2001670117.

47. White T.J., Bruns T., Lee S., Taylor J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: Innis M.A., Gelfand D.H., Sninsky J.J., White T.J. (Eds.) PCR Protocols, a Guide to Methods and Applications. Acad. Press, 1990;315-322. DOI 10.1016/B978-0-12-372180-8.50042-1.

48. Yanagisawa H., Sano T., Hase S., Matsushita Y. Influence of the terminal left domain on horizontal and vertical transmissions of tomato planta macho viroid and potato spindle tuber viroid through pollen. Virology. 2019;526(2):22-31. DOI 10.1016/j.virol.2018.09.021.

49. Zeng J., Gupta V.K., Jiang Y., Yang B., Gong L., Zhu H. Crosskingdom small RNAs among animals, plants and microbes. Cells. 2019;8(4):371. DOI 10.3390/cells8040371.