Зависимость содержания крахмала и редуцирующих сахаров от уровня экспрессии генов β-амилаз StBAM1 и StBAM9 и ингибитора амилаз StAI при длительном низкотемпературном хранении клубней картофеля

Картофель (Solanum tuberosum L.) – первая по важности незерновая крахмалоносная культура с уровнем потенциальной урожайности 38–48 т/га и содержанием крахмала 13.2–18.7 %. Клубни картофеля хранятся при низкой температуре (2–4 °С), что обеспечивает состояние физиологического покоя. Недостат- ком такого хранения являются распад крахмала и, как следствие, накопление редуцирующих сахаров (холо- довое осахаривание), в том числе за счет роста активности β-амилаз, гидролизующих крахмал до мальтозы. В настоящем исследовании проведен сравнительный анализ динамики экспрессии генов β-амилаз (StBAM1, StBAM9) и ингибитора амилаз (StAI), а также содержания крахмала и редуцирующих сахаров в процессе дли- тельного низкотемпературного хранения (сентябрь, февраль, апрель) клубней пяти сортов картофеля (На- дежда, Барин, Красавчик, Утро и Северное сияние). Гены β-амилаз – StBAM9 и один из двух гомологов StBAM1 (с наибольшей степенью гомологии с AtBAM1) – выбраны на основе данных филогенетического анализа. Оценка экспрессии этих генов, а также гена ингибитора амилаз показала тенденцию к снижению уровня транскрипции для всех анализируемых сортов. Обнаружено, что содержание крахмала в процессе хранения клубней также существенно падает. В то же время количество редуцирующих сахаров увеличивается в период сентябрь–апрель, тогда как в период февраль–апрель их содержание не меняется (Красавчик), снижа- ется (Барин, Северное сияние) или продолжает расти (Утро, Надежда). Можно предположить, что активность генов StBAM1 и StBAM9 коррелирует с количеством крахмала (положительно) и моносахаридов (отрица- тельно). А уровень экспрессии StAI, в свою очередь, находится в прямой зависимости от уровня экспрессии StBAM1. При этом зависимость между степенью предрасположенности сорта к холодовому осахариванию и профилем экспрессии генов StBAM1, StBAM9 и StAI отсутствует.

1. Bello-Perez L.A., Flores-Silva P.C., Agama-Acevedo E., Tovar J. Starch digestibility: past, present, and future. J. Sci. Food Agric. 2020;100(14):5009-5016. DOI 10.1002/jsfa.8955.

2. Benkeblia N., Alexopoulos A.A., Passam H.C. Physiology and biochemistry regulation of dormancy and sprouting in potato tuber (Solanum tuberosum L.). Fruit Vegetable Cereal Sci. Biotechnol. 2008;2(1):54-68.

3. Dyachenko E.A., Kulakova A.V., Meleshin A.A., Shchennikova A.V., Kochieva E.Z. Amylase inhibitor SbAI in potato species: structure, variability and expression pattern. Russ. J. Genet. 2021;57(1):36-46. DOI 10.1134/S102279542101004X.

4. Fettke J., Eckermann N., Kötting O., Ritte G., Steup M. Novel starchrelated enzymes and carbohydrates. Cell. Mol. Biol. 2007;52: 883-904.

5. Fischer M., Schreiber L., Colby T., Kuckenberg M., Tacke E., Hofferbert H.R., Schmidt J., Gebhardt C. Novel candidate genes influencing natural variation in potato tuber cold sweetening identified by comparative proteomics and association mapping. BMC Plant Biol. 2013;13:113. DOI 10.1186/1471-2229-13-113.

6. Guo L., Tao H., Cui B., Janaswamy S. The effects of sequential enzyme modifications on structural and physicochemical properties of sweet potato starch granules. Food Chem. 2019;277:504-514. DOI 10.1016/j.foodchem.2018.11.014.

7. Hopkins R.H., Jelinek B., Harrison L.E. The action of β-amylase on potato amylose. Biochem. J. 1948;43(1):32-38. DOI 10.1042/bj0430032.

8. Hou J., Liu T., Reid S., Zhang H., Peng X., Sun K., Du J., Sonnewald U., Song B. Silencing of α-amylase StAmy23 in potato tuber leads to delayed sprouting. Plant Physiol. Biochem. 2019;139:411-418. DOI 10.1016/j.plaphy.2019.03.044.

9. Hou J., Zhang H., Liu J., Reid S., Liu T., Xu S., Tian Z., Sonnewald U., Song B., Xie C. Amylases StAmy23, StBAM1 and StBAM9 regulate cold-induced sweetening of potato tubers in distinct ways. J. Exp. Bot. 2017;68:2317-2331. DOI 10.1093/jxb/erx076.

10. Lin Q., Xie Y., Guan W., Duan Y., Wang Z., Sun C. Combined transcriptomic and proteomic analysis of cold stress induced sugar accumulation and heat shock proteins expression during postharvest potato tuber storage. Food Chem. 2019;297:124991. DOI 10.1016/j.foodchem.2019.124991.

11. Lopez-Pardo R., de Galarreta J.I.R., Ritter E. Selection of housekeeping genes for qRT-PCR analysis in potato tubers under cold stress. 31(1):39-45. DOI 10.1007/s11032-012-9766-z. Mol. Breed. 2013;

12. Monroe J.D., Storm A.R. Review: The Arabidopsis β-amylase (BAM) gene family: Diversity of form and function. Plant Sci. 2018;276: 163-170. DOI 10.1016/j.plantsci.2018.08.016.

13. Nielsen T.H., Deiting U., Stitt M. A [beta]-amylase in potato tubers is induced by storage at low temperature. Plant Physiol. 1997;113(2): 503-510. DOI 10.1104/pp.113.2.503.

14. Riyaphan J., Jhong C.H., Lin S.R., Chang C.H., Tsai M.J., Lee D.N., Sung P.J., Leong M.K., Weng C.F. Hypoglycemic efficacy of docking selected natural compounds against α-glucosidase and α-amylase. Molecules. 2018;23(9):2260. DOI 10.3390/molecules23092260.

15. Shoaib N., Liu L., Ali A., Mughal N., Yu G., Huang Y. Molecular functions and pathways of plastidial starch phosphorylase (PHO1) in starch metabolism: current and future perspectives. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(19):10450. DOI 10.3390/ijms221910450.

16. Slugina M.A., Meleshin A.A., Kochieva E.Z., Shchennikova A.V. The opposite effect of low temperature on the Pho1a starch phosphorylase gene expression in Solanum tuberosum L. tubers and Petota species leaves. Am. J. Potato Res. 2020;97:78-87. DOI 10.1007/s12230-019-09758-z.

17. Solomos T., Mattoo A.K. Starch-sugar metabolism in potato (Solanum tuberosum L.) tubers in response to temperature variations. In: Razdan M.K., Mattoo A.K. (Eds.). Gene Improvement of Solanaceous Crops. New York: Sci. Publ. Inc., 2005;1:209-234.

18. Sonnewald S., Sonnewald U. Regulation of potato tuber sprouting. Planta. 2014;239(1):27-38. DOI 10.1007/s00425-013-1968-z.

19. Tai H.H., Lagüe M., Thomson S., Aurousseau F., Neilson J., Murphy A., Bizimungu B., Davidson C., Deveaux V., Bègue Y., Wang H.Y., Xiong X., Jacobs J.M.E. Tuber transcriptome profiling of eight potato cultivars with different cold-induced sweetening responses to cold storage. Plant Physiol. Biochem. 2020;146:163-176. DOI 10.1016/j.plaphy.2019.11.001.

20. Tang X., Zhang N., Si H., Calderón-Urrea A. Selection and validation of reference genes for RT-qPCR analysis in potato under abiotic stress. Plant Methods. 2017;13(85):85. DOI 10.1186/s13007-017-0238-7.

21. Taylor M.A., Ross H.A., McRae D., Stewart D., Roberts I., Duncan G., Wright F., Millam S., Davies H.V. A potato alpha-glucosidase gene encodes a glycoprotein-processing alpha-glucosidase II-like activity. Demonstration of enzyme activity and effects of down-regulation in transgenic plants. Plant J. 2000;24(3):305-316. DOI 10.1046/j.1365-313x.2000.00873.x.

22. Thalmann M., Coiro M., Meier T., Wicker T., Zeeman S.C., Santelia D. The evolution of functional complexity within the β-amylase gene family in land plants. BMC Evol. Biol. 2019;19(1):66. DOI 10.1186/s12862-019-1395-2.

23. Vajravijayan S., Pletnev S., Mani N., Pletneva N., Nandhagopal N., Gunasekaran K. Structural insights on starch hydrolysis by plant β-amylase and its evolutionary relationship with bacterial enzymes. Int. J. Biol. Macromol. 2018;113:329-337. DOI 10.1016/j.ijbiomac.2018.02.138.

24. Van Harsselaar J.K., Lorenz J., Senning M., Sonnewald U., Sonnewald S. Genome-wide analysis of starch metabolism genes in potato (Solanum tuberosum L.). BMC Genomics. 2017;18(1):37. DOI 10.1186/s12864-016-3381-z.

25. Vinje M.A., Walling J.G., Henson C.A., Duke S.H. Comparative gene expression analysis of the β-amylase and hordein gene families in the developing barley grain. Gene. 2019;693:127-136. DOI 10.1016/j.gene.2018.12.041.

26. Zeeman S.C., Delatte T., Messerli G., Umhang M., Stettler M., Mettler T., Streb S., Reinhold H., Kötting O. Starch breakdown: recent discoveries suggest distinct pathways and novel mechanisms. Funct. Plant Biol. 2007;34(6):465-473. DOI 10.1071/FP06313.

27. Zhang H., Hou J., Liu J., Xie C., Song B. Amylase analysis in potato starch degradation during cold storage and sprouting. Potato Res. 2014a;57:47-58. DOI 10.1007/s11540-014-9252-6.

28. Zhang H., Liu J., Hou J., Yao Y., Lin Y., Ou Y., Song B., Xie C. The potato amylase inhibitor gene SbAI regulates cold-induced sweetening in potato tubers by modulating amylase activity. Plant Biotechnol. J. 2014b;12(7):984-993. DOI 10.1111/pbi.12221.

29. Zhang H., Yao Y., Chen S., Hou J., Yu Y., Liu T., Du J., Song B., Xie C. SbRFP1 regulates cold-induced sweetening of potato tubers by inactivation of StBAM1. Plant Physiol. Biochem. 2019;136:215-221. DOI 10.1016/j.plaphy.2019.01.019.

30. Zhao L., Yang T., Xing C., Dong H., Qi K., Gao J., Tao S., Wu J., Wu J., Zhang S., Huang X. The β-amylase PbrBAM3 from pear (Pyrus betulaefolia) regulates soluble sugar accumulation and ROS homeostasis in response to cold stress. Plant Sci. 2019;287:110184. DOI 10.1016/j.plantsci.2019.110184.