Влияние колхицина на физиолого-биохимические свойства Rhodococcus qingshengii

Род Rhodococcus объединяет полиморфные неспорообразующие грамположительные бактерии, относящиеся к классу Actinobacteria. Rhodococcus вместе с Mycobacterium и Corynebacterium входят в группу Mycolata. Благодаря относительно высокой скорости роста и способности к образованию биопленок, Rhodococcus являются удобной моделью для изучения действия биологически активных соединений на патогенные Mycolata. Ранее было показано, что колхицин угнетал образование биопленок у P. carotovorum ВКМ В-1247 и R. quingshengii ВКМ Ac-2784D. Целью настоящей работы было изучение действия колхицина на жирнокислотный состав и микровязкость мембран Rhodococcus qingshengii ВКМ Ac-2784D для понимания механизма действия этого алкалоида на бактериальную клетку. В качестве положительного контроля использовали нистатин, снижающий микровязкость мембран. Установлено, что колхицин в концентрациях 0.01 и 0.03 г/л и нистатин (0.03 г/л) не оказали существенного влияния на выживаемость R. qingshengii ВКМ Ac-2784D, культивируемого в забуференном физиологическом растворе глюкозы (ЗФРГ). Однако колхицин (0.03 г/л) значительно угнетал образование биопленки. Клетки Rhodococcus, культивируемые в течение суток в ЗФРГ с колхицином, приобретали округлую форму. Колхицин в концентрации 0.01 г/л вызывал увеличение жирных кислот C16:1(n-7), С17:0, C20:1(n-9) и C21:0. Микровязкость мембраны отдельных клеток распределялась от максимально низких до максимально высоких значений показателя обобщенной поляризации флуоресценции лаурдана (GP), что свидетельствует о разнообразии адаптационных ответов на этот алкалоид. При более высокой концентрации колхицина (0.03 г/л) в мембранах клеток R. qingshengii ВКМ Ac-2784D увеличивалось содержание насыщенных жирных кислот и падало – разветвленных. Это способствовало увеличению микровязкости мембраны, что подтверждается данными по GP. Таким образом, колхицин индуцирует перестройку клеточной мембраны Rhodococcus, вероятно, в сторону увеличения ее микровязкости, что может быть одной из причин негативного действия колхицина на образование биопленок R. qingshengii ВКМ Ac-2784D.

1. Abreu A.C., McBain A.J., Simoes M. Plants as sources of new antimicrobials and resistance-modifying agents. Nat. Prod. Rep. 2012; 29(9):1007-1021. DOI 10.1039/c2np20035j.

2. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can. J. Biochem. Physiol. 1959;37:911-917.

3. Bybin V.A., Turskaya A.L., Maksimova L.A., Markova Yu.A. Evaluation of the influence of some alkaloids on biofilm formation by different bacterial species. In: Proceedings of the Annual Meeting of the Society of Plant Physiologists of Russia, the All-Russia Scientific Conference with International Participation, and the School of Young Scientists. Irkutsk: Sochava Institute of Geography of the Siberian Branch of the Russian Academy of Sciences, 2018;1206-1209. DOI 10.31255/978-5-94797-319-8-1206-1209. (in Russian)

4. Christie W.W. Preparation of ester derivatives of fatty acids for chromatographic analysis. In: Christie W.W. Advances in Lipid Methodology – Two. Dundee: Oily Press, 1993;69-111.

5. de Carvalho C.C., Marques M.P., Hachicho N., Heipieper H.J. Rapid adaptation of Rhodococcus erythropolis cells to salt stress by synthesizing polyunsaturated fatty acids. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014;98(12):5599-5606. DOI 10.1007/s00253-014-5549-2.

6. de Carvalho C.C., Parreño-Marchante B., Neumann G., Da Fonseca M.M.R., Heipieper H.J. Adaptation of Rhodococcus erythropolis DCL14 to growth on n-alkanes, alcohols and terpenes. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2005;67(3):383-388. DOI 10.1007/s00253-004-1750-z.

7. Dubey K.K., Jawed A., Haque S. Structural and metabolic correlation for Bacillus megaterium ACBT03 in response to colchicine biotransformation. Microbiology. 2011;80(6):758-767. DOI 10.1134/S0026261711060099.

8. Dubois-Brissonnet F., Trotier E., Briandet R. The biofilm lifestyle involves an increase in bacterial membrane saturated fatty acids. Front. Microbiol. 2016;7:1673. DOI 10.3389/fmicb.2016.01673.

9. Efimova S.S., Schagina L.V., Ostroumova O.S. Investigation of channel-forming activity of polyene macrolide antibiotics in planar lipid bilayers in the presence of dipole modifiers. Acta Naturae. 2014; 6(4(23)):67-79. DOI 10.32607/20758251-2014-6-4-67-79.

10. Glantz S. Primer of Biostatistics. McGraw-Hill Publ., 1991.

11. Guidelines for the Experimental (Preclinical) Study of New Pharmacological Substances. Moscow: Remedium Publ., 2000. (in Russian)

12. Li C., Zhang C., Song G., Liu H., Sheng G., Ding Z., Wang Z., Sun Y., Xu Y., Chen J. Characterization of a protocatechuate catabolic gene cluster in Rhodococcus ruber OA1 involved in naphthalene degradation. Ann. Microbiol. 2016;66(1):469-478. DOI 10.1007/s13213-015-1132-z.

13. Nurminsky V.N., Nesterkina I.S., Spiridonova E.V., Ozolina N.V., Rakevich A.L. Identification of sterol-containing domains in vacuolar membranes by confocal microscopy. Biochemistry (Moscow). Supplement Series A: Membrane and Cell Biology. 2017;11(4):296-300. DOI 10.1134/S1990747817040080.

14. Nurminsky V.N., Ozolina N.V., Nesterkina I.S., Kolesnikova E.V., Salyaev R.K., Rakevich A.L., Martynovich E.F., Pilipchenko A.A., Chernyshov M.Y. Peculiar properties of some components in a plant cell vacuole morphological structure revealed by confocal microscopy. Cell Tiss. Biol. 2015;9(5):406-414. DOI 10.1134/S1990519X15050090.

15. Ozolina N.V., Gurina V.V., Nesterkina I.S., Dudareva L.V., Katyshev A.I., Nurminsky V.N. Fatty acid composition of total lipids in vacuolar membrane under abiotic stress. Biologicheskiye Membrany = Biological Membranes. 2017;34(1):63-69. DOI 10.7868/S0233475517010078. (in Russian)

16. Petrushin I.S., Markova Yu.A., Karepova M.S., Zaytseva Yu.V., Belovezhets L.A. Complete genome sequence of Rhodococcus qingshengii strain VKM Ac-2784D, isolated from Elytrigia repens rhizosphere. Microbiol. Resour. Announc. 2021;10(11):e00107-21. DOI 10.1128/MRA.00107-21.

17. Rodrigues C.J.C., de Carvalho C.C.C.R. Rhodococcus erythropolis cells adapt their fatty acid composition during biofilm formation on metallic and non-metallic surfaces. FEMS Microbiol. Ecol. 2015; 91(12):fiv135. DOI 10.1093/femsec/fiv135.

18. Shaginyan I.A., Danilina G.A., Chernukha М.Yu., AIekseeva G.V., Batov A.B. Biofilm formation by strains of Burkholderia cepacia complex in dependence of their phenotypic and genotypic characteristics. Zhurnal Mikrobiologii, Epidemiologii i Immunobiologii = Journal of Microbiology, Epidemiology, and Immunobiology. 2007; 1:3-9. (in Russian)

19. Sutcliffe I.C. Cell envelope composition and organisation in the genus Rhodococcus. Antonie Van Leeuwenhoek. 1998;74(1):49-58. DOI 10.1023/a:1001747726820.

20. Szőköl J., Rucká L., Šimčíková M., Halada P., Nešvera J., Pátek M. Induction and carbon catabolite repression of phenol degradation genes in Rhodococcus erythropolis and Rhodococcus jostii. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014;98(19):8267-8279. DOI 10.1007/s00253-014-5881-6.

21. Tegos G., Stermitz F.R., Lomovskaya O., Lewis K. Multidrug pump inhibitors uncover remarkable activity of plant antimicrobials. Antimicrob. Agents Chemother. 2002;46(10):3133-3141. DOI 10.1128/AAC.46.10.3133-3141.2002.

22. Wang C., Chen Y., Zhou H., Li X., Tan Z. Adaptation mechanisms of Rhodococcus sp. CNS16 under different temperature gradients: Physiological and transcriptome. Chemosphere. 2020;238:124571. DOI 10.1016/j.chemosphere.2019.124571.

23. Zhang W., Zhou Q.M., Du G.H. Colchicine. In: Du G.H. Natural Small Molecule Drugs from Plants. Singapore: Springer, 2018;503-507. DOI 10.1007/978-981-10-8022-7_83.