Некоторые ограничения использования гена cytb митохондриальной ДНК как молекулярного маркера для филогенетических и популяционно- генетических исследований на примере рода Apodemus
https://doi.org/10.18699/VJ15.016
Аннотация
Интерпретация сигнала гена cytb мтДНК как молекулярного маркера в филогенетических и популяционно-генетических исследованиях может быть осложнена суммарным влиянием параллельных мутаций (энтропией нуклеотидных последовательностей), которые не позволяют в конечном итоге произвести дифференциацию эффектов гибридизации, естественного полиморфизма и артефактов, вносимых псевдогенами. Мы проанализировали возможные ограничения применения гена cytb мтДНК в качестве молекулярного маркера на примере некоторых представителей рода Apodemus, для чего были рассчитаны значения энтропии нуклеотидных последовательностей и выполнен поиск вероятных трактов генной конверсии для выборок разных видов из изолированного района Тибета, Кореи, юга Приморского края России и Западной Европы. Обнаружено значительное количество гаплотипов, содержащих мотивы, идентифицируемые как тракты генной конверсии. Выявлен высокий уровень изменчивости нуклеотидных последовательностей у видов с Тибетского нагорья, в наибольшей степени – у A. draco. Причинами этого явления могут быть влияние низкой эффективной численности на скорость накопления точечных мутаций, а также роль цитохрома b в процессах адаптации к неблагоприятным условиям среды. Рассмотрены эффекты гипервариабельности нуклеотидной последовательности гена cytb в некоторых выборках, ведущие к росту энтропии информационного сигнала этого молекулярного маркера, что может имитировать явления генной конверсии при сопоставлении с другими выборками представителей данного рода. Также приведены примеры вероятного присутствия в опубликованных нуклеотидных последовательностях продуктов секвенирования соответствующих псевдогенов. Высказано предположение, что стратегия использования гена cytb в популяционно- генетических и филогенетических исследованиях может различаться в зависимости от степени его вариабельности. Отмечена необходимость тщательного контроля за первичными данными на всех этапах работы с ними.
Об авторах
А. Г. Лапинский
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биологических проблем Севера Дальневосточного отделения Российской академии наук
Россия
Россия
М. В. Павленко
Биолого-почвенный институт Дальневосточного отделения Российской академии наук, Владивосток, Россия
Россия
Россия
Л. Л. Соловенчук
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биологических проблем Севера Дальневосточного отделения Российской академии наук
Россия
Россия
В. В. Горбачев
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биологических проблем Севера Дальневосточного отделения Российской академии наук
Россия
Россия
Список литературы
1. Абрамсон Н.И. Филогения: итоги, проблемы, перспективы. Информационный вестник ВОГиС. 2007;11(2):307-331.
2. Гречко В.В. Проблемы молекулярной филогенетики на примере отряда чешуйчатых рептилий (отряд Squamata): митохондриальные ДНК маркеры. Молекуляр. биология. 2013;47(1): 61-82.
3. Докучаев Н.Е., Лапинский А.Г., Соловенчук Л.Л. Генетическая изменчивость полевых мышей (Apodemus agrarius Pallas, 1771) Дальнего Востока России по результатам RAPD-PCR анализа. Изв. РАН. Сер. биол. 2008;4:429-434.
4. Зыков С.В. Внутривидовая изменчивость и межвидовая дифференциация мышей родов Apodemus, Mus и Sylvaemus Уральского региона по краниальным признакам: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. Екатеринбург: УГУ им. А.М. Горького, 2011.
5. Картавцева И.В. Кариосистематика лесных и полевых мышей (Rodentia, Muridae). Владивосток: Дальнаука, 2002.
6. Кимура М. Молекулярная эволюция: теория нейтральности. М.: Мир, 1985.
7. Малярчук Б.А. Генная конверсия митохондриального генома при межвидовой гибридизации у полевок рода Clethrionomys. Биохимия. 2012;77(5):642-648.
8. Переверзева В.В., Павленко М.В. Разнообразие строения гена цитохрома b митохондриальной ДНК полевой мыши Apodemus agrarius Pallas, 1771 из популяций юга Дальнего Востока России. Изв. РАН. Сер. биол. 2014;1:5-16.
9. Челомина Г.Н., Атопкин Д.М. Молекулярно-генетические свидетельства глубокого филогенетического разрыва между европейской и азиатской расами малой лесной мыши по данным изменчивости гена цитохрома b мтДНК. Молекуляр. биология. 2010;44(5):792-803.
10. Avise J.C. Phylogeography: The History and Formation of Species. N.Y.: Harvard Univ. Press, 2000.
11. Avise J.C., Johns G.C. Proposal for a standardized temporal scheme of biological classification of extant species. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1999;96:7358-7363.
12. Balakirev E.S., Ayala F.J. Pseudogenes: аre they «Junk» or functional DNA. Ann. Rev. Genet. 2003;37:123-151.
13. Betrán E., Rozas J., Navarro A., Barbadilla A. The estimation of the number and the length distribution of gene conversion tracts from population DNA sequence data. Genetics. 1997;146(1):89-99.
14. Bosch E., Hurles M.E., Navarro A., Jobling M.A. Dynamics of a human interparalog gene conversion hotspot. Genome Res. 2004;14:835-844.
15. Calvignac S., Konecny L., Malard F., Douady C.J. Preventing the pollution of mitochondrial datasets with nuclear mitochondrial paralogs (numts). Mitochondrion. 2011;11:246-254.
16. De Woody J.A., Chesser R.K., Baker R.J. A Translocated mitochondrial cytochrome b pseudogene in voles (Rodentia: Microtus). J. Mol. Evol. 1999;48:380-382.
17. Dubey S., Michaux J., Brünner H., Hütterer R., Vogel P. False phylogenies on wood mice due to cryptic cytochrome b pseudogene. Mol. Phylogenet. Evol. 2009;50:633-641.
18. Esposti D.M., De Vries S., Crimi M., Ghelli A., Patarnello T., Meyer A. Mitochondrial cytochrome b: evolution and structure of the protein. Biochim. Biophys. Acta. 1993;1143:243-271.
19. Fan Z., Liu S., Liu Y., Zhang X, Yue B. How Quaternary geologic and climatic events in the southeastern margin of the Tibetan Plateau influence the genetic structure of small mammals: inferences from phylogeography of two rodents, Neodon irene and A. latronum. Genetica. 2011;139(3):339-351.
20. Fan Z., Liu S., Liu Y., Lihuan L., Xiuyue Z., Bisong Y. Phylogeography of the South China field mouse (Apodemus draco) on the Southeastern Tibetan plateau reveals high genetic diversity and glacial refugia. PLoS ONE. 2012;7(5):e38184. DOI:10.1371/journal.pone.0038184
21. Fietz K., Graves J.A., Olsen M.T. Control: a reassessment and comparison of GenBank and сhromatogram mtDNA sequence variation in baltic grey seals (Halichoerus grypus). PLoS ONE. 2013;8(8):e72853. DOI: 10.1371/journal.pone.0072853
22. Filippucci M.G., Macholán M., Michaux J.R. Genetic variation and evolution in the genus Apodemus (Muridae: Rodentia). Biol. J. Linnean Soc. 2002;75(3):395-419.
23. Hall T.A. BioEdit: a user friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucl. Acids. Symp. Ser. 1999;41:95-98.
24. Irwin D.M., Kocher T.D., Wilson A.C. Evolution of the cytochrome b gene of mammals. J. Mol. Evol. 1991;32:128-144.
25. Ishii K., Charlesworth B. Associations between allozyme loci and gene arrangements due to hitch-hiking effects of new inversions. Genet. Res. 1977;30:93-106.
26. Johns G.C., Avise J.C. A comparative summary of genetic distances in the vertebrates from the mitochondrial cytochrome b. Mol. Biol. Evol. 1998;15:1481-1490.
27. Kaneda H., Hayashi J.-I., Takahama S., Taya C., Lindahl K.F., Yonekawa H. Elimination of paternal mitochondrial DNA in intraspecific crosses during early mouse embryogenesis. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1995;92:4542-4546.
28. Leslie J.F., Watt W.B. Some evolutionary consequences of the molecular recombination process. Trends Genet. 1986;2:288-291. Librado P., Rozas J. DnaSP v5: A software for comprehensive analysis of DNA polymorphism data. Bioinformatics. 2009;25: 1451-1452.
29. Liu Q., Chen P., He K., Kilpatrick C.W., Liu S.Y., Yu F.H., Jiang X.L. Phylogeographic Study of Apodemus ilex (Rodentia: Muridae) in Southwest China. PLoS ONE. 2012;7(2):e31453.
30. Meyer A. Shortcomings of the cytochrome b gene as a molecular marker. Trends Ecol. Evol. 1994;9:278-280.
31. Michaux J.R., Chevret P., Filippucci M.G., Macholán M. Phylogeny of the genus Apodemus with a special emphasis to the subgenus Sylvaemus using the nuclear IRBP gene and two mitochondrial markers: cytochrome b and 12S rRNA. Mol. Phylogenet. Evol. 2002;23:123-136.
32. Michaux J.R., Libois R., Filippucci M.-G. So close and so different: comparative phylogeography of two small mammal species, the yellow-necked fieldmouse (Apodemus flavicollis) and the woodmouse (Apodemus sylvaticus) in the western Palearctic region. Heredity. 2005;94:52-63.
33. Oh D.J., Kim T.W., Chang M.H., Han S.H., Oh H.S., Kim S.J. Migration route estimation of the Jeju striped field mouse Apodemus agrarius chejuensis (Rodentia, Muridae). Mitochondrial DNA. 2013;24:137-144.
34. Rocha-Olivares A., Rosenblatt R.H., Vetter R.D. Molecular evolution, systematics, and zoogeography of the rockfish subgenus Sebastomus (Sebastes, Scorpaenidae) based on mitochondrial cytochrome b and control region sequences. Mol. Phyl. Evol. 1999;11(3):441-458.
35. Sakka H., Quéré J.-P., Kartavtseva I., Pavlenko M., Chelomina G., Atopkin D., Bogdanov A., Michaux J. Comparative phylogeography of four Apodemus species (Mammalia: Rodentia) in the Asian Far East: evidence of Quaternary climatic changes in their genetic structure. Biol. J. Linn. Soc. 2010;100(4):797-821.
36. Sanford J.C. Genetic Entropy and the Mystery of the Genome. N.Y.: Elim, Elim Publ., 2006.
37. Schneider T.D., Stephens R.M. Sequence logos: a new way to display consensus sequences. Nucl. Acids Res. 1990;18:6097-6100.
38. Shannon C.E. A mathematical theory of communication. Bell Syst. Tech. J. 1948;27:379-423.
39. Shitara H., Hayashi J.I., Takahama S., Kaneda H., Yonekawa H. Maternal inheritance of mouse mtDNA in interspecific hybrids: segregation of the leaked paternal mtDNA followed by the prevention of subsequent paternal leakage. Genetics. 1998;148(2):851-857.
40. Smith M.F., Thomas W.K., Patton J.L. Mitochondrial DNA-like sequence in the nuclear genome of an akodontine rodent. Mol. Biol. Evol. 1992;9(2):204-215.
41. Suzuki H., Filippucci M.G., Chelomina G.N., Sato J.J., Serizawa K., Nevo E. Biogeographic view of Apodemus in Asia and Europe inferred from nuclear and mitochondrial gene sequences. Biochem. Genet. 2008;46:329-346.
42. Tamura K., Peterson D., Peterson N., Stecher G., Nei M., Kumar S. MEGA5: molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary distance, and maximum parsimony methods. Mol. Biol. Evol. 2011;28:2731-2739.
Рецензия
Просмотров:
782
Послать статью по эл. почте 