Концепция природной реконструкции генома. Часть 2. Влияние фрагментов экстраклеточной двуцепочечной ДНК на гемопоэтические стволовые клетки

В настоящей части исследования доказывается первая составляющая концепции «природной реконструкции генома». На модельных организмах мышь и человек показано, что CD34+ гемопоэтические предшественники костного мозга захватывают фрагменты экстраклеточной двуцепочечной ДНК естественным природным механизмом. Известно, что в процессе интернализации экстраклеточных фрагментов ДНК принимают участие структуры гликокаликса, в состав которых входят гликопротеины/протеогликаны, гликозилфосфатидилинозитол-заякоренные белки и скавенджер-рецепторы. Проведенный биоинформационный анализ свидетельствует, что основные поверхностные маркерные белки гемопоэтических стволовых клеток относятся к указанным группам факторов и содержат специфические сайты связывания ДНК, включающие гепарин-связывающий домен и кластеры положительно заряженных аминокислотных остатков. С использованием системы Electrophoretic mobility shift assay показано прямое взаимодействие CD34 и CD84 (SLAMF5) гликопротеинов, маркеров гемопоэтических стволовых клеток, с фрагментами двуцепочечной ДНК. В клетках, негативных по CD34, также интернализующих фрагменты, происходит конкатемеризация доставленных внутрь клетки фрагментов. При этом в одну структуру сшивается до пяти мономеров олигонуклеотидов, содержащих девять теломерных повторов TTAGGG. Доставленные в гемопоэтические стволовые клетки экстраклеточные фрагменты инициируют деление исходной гемопоэтической стволовой клетки таким образом, что одна из дочерних клеток уходит в терминальную дифференцировку, а вторая сохраняет свой низкодифференцированный статус. В составе колоний после обработки клеток костного мозга препаратом hDNA^gr количество СD34+ клеток возрастает до 3 % (модельный организм – человек). Одновременно обработка препаратом hDNA^gr индуцирует пролиферацию стволовых клеток крови и их ближайших потомков и стимулирует колониеобразование (модельные организмы – мышь, крыса, человек). Наиболее часто в результате обработки экстраклеточной двуцепочечной ДНК активируется гранулоцитарно-макрофагальный росток кроветворения. Процесс коммитирования манифестируется появлением и репарацией пангеномных одноцепочечных разрывов. Время перехода в направлении дифференцировки (время появления и репарации пангеномных одноцепочечных разрывов) составляет около 7 суток. Предполагается, что в момент инициации пангеномных одноцепочечных разрывов в клетке создается «рекомбиногенная ситуация» и активируются молекулярные репаративно-рекомбинационные механизмы. Во всех проведенных экспериментах по анализу индивидуальных молекул в качестве фактора сравнения использовался ангиогенин рекомбинантный человеческий. Во всех других экспериментах одной из сравниваемых групп являлись гемопоэтические стволовые клетки, обработанные ангиогенином.

1. Boerrigter M.E.T.I., Mullaart E., Van Der Schans G.P., Vijg J. Quiescent human peripheral blood lymphocytes do not contain a sizable amount of preexistent DNA single-strand breaks. Exp. Cell Res. 1989;180(2):569-573. doi 10.1016/0014-4827(89)90085-2

2. Chen J.M., Cooper D.N., Chuzhanova N., Férec C., Patrinos G.P. Gene conversion: mechanisms, evolution and human disease. Nat. Rev. Genet. 2007;8(10):762-775. doi 10.1038/NRG2193

3. Chen T.L., Chiang Y.W., Lin G.L., Chang H.H., Lien T.S., Sheh M.H., Sun D.S. Different effects of granulocyte colony-stimulating factor and erythropoietin on erythropoiesis. Stem. Cell Res. Ther. 2018; 9(1):119. doi 10.1186/S13287-018-0877-2

4. Desterke C., Bennaceur-Griscelli A., Turhan A.G. EGR1 dysregulation defines an inflammatory and leukemic program in cell trajectory of human-aged hematopoietic stem cells (HSC). Stem. Cell Res. Ther. 2021;12(1):419. doi 10.1186/S13287-021-02498-0

5. DNA Cloning. A practical approach. Ed. D.M. Glover. IRL Press, 1985

6. Dolgova E.V., Efremov Y.R., Orishchenko K.E., Andrushkevich O.M., Alyamkina E.A., Proskurina A.S., Bayborodin S.I., Nikolin V.P., Popova N.A., Chernykh E.R., Ostanin A.A., Taranov O.S., Omigov V.V., Minkevich A.M., Rogachev V.A., Bogachev S.S., Shurdov M.A. Delivery and processing of exogenous double-stranded DNA in mouse CD34+ hematopoietic progenitor cells and their cell cycle changes upon combined treatment with cyclophosphamide and double-stranded DNA. Gene. 2013;528(2):74-83. doi 10.1016/j.gene.2013.06.058

7. Dolgova E.V., Alyamkina E.A., Efremov Y.R., Nikolin V.P., Popova N.A., Tyrinova T.V., Kozel A.V., Minkevich A.M., Andrushkevich O.M., Zavyalov E.L., Romaschenko A.V., Bayborodin S.I., Taranov O.S., Omigov V.V., Shevela E.Y., Stupak V.V., Mishinov S.V., Rogachev V.A., Proskurina A.S., Mayorov V.I., Shurdov M.A., Ostanin A.A., Chernykh E.R., Bogachev S.S. Identification of cancer stem cells and a strategy for their elimination. Cancer Biol. Ther. 2014;15(10):1378-1394. doi 10.4161/cbt.29854

8. Dolgova E.V., Potter E.A., Proskurina A.S., Minkevich A.M., Chernych E.R., Ostanin A.A., Efremov Y.R., Bayborodin S.I., Nikolin V.P., Popova N.A., Kolchanov N.A., Bogachev S.S. Properties of internalization factors contributing to the uptake of extracellular DNA into tumor-initiating stem cells of mouse Krebs-2 cell line. Stem. Cell Res. Ther. 2016;7(1):76. doi 10.1186/s13287-016-0338-8

9. Dolgova E.V., Petrova D.D., Proskurina A.S., Ritter G.S., Kisaretova P.E., Potter E.A., Efremov Y.R., Bayborodin S.I., Karamysheva T.V., Romanenko M.V., Netesov S.V., Taranov O.S., Ostanin A.A., Chernykh E.R., Bogachev S.S. Identification of the xenograft and its ascendant sphere-forming cell line as belonging to EBV-induced lymphoma, and characterization of the status of sphere-forming cells. Cancer Cell Int. 2019;19:120. doi 10.1186/S12935-019-0842-X

10. Farzaneh F., Zalin R., Brill D., Shall S. DNA strand breaks and ADPribosyl transferase activation during cell differentiation. Nature. 1982;300(5890):362-366. doi 10.1038/300362A0

11. Forristal C.E., Levesque J.-P. Targeting the hypoxia-sensing pathway in clinical hematology. Stem Cells Transl. Med. 2014;3(2):135-140. doi 10.5966/SCTM.2013-0134

12. Goncalves K.A., Silberstein L., Li S., Severe N., Hu M.G., Yang H., Scadden D.T., Hu G.F. Angiogenin promotes hematopoietic regeneration by dichotomously regulating quiescence of stem and progenitor cells. Cell. 2016;166(4):894-906. doi 10.1016/J.CELL.2016.06.042

13. Hastings P.J., McGill C., Shafer B., Strathern J.N. Ends-in vs. endsout recombination in yeast. Genetics. 1993;135(4):973-980. doi 10.1093/GENETICS/135.4.973

14. Iseki S. DNA strand breaks in rat tissues as detected by in situ nick translation. Exp. Cell Res. 1986;167(2):311-326. doi 10.1016/0014-4827(86)90172-2

15. Jacobson G.K., Pinon R., Esposito R.E., Esposito M.S. Single-strand scissions of chromosomal DNA during commitment to recombination at meiosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975;72(5):1887-1891. doi 10.1073/PNAS.72.5.1887

16. Jiang N., Pisetsky D.S. The effect of inflammation on the generation of plasma DNA from dead and dying cells in the peritoneum. J. Leukoc. Biol. 2005;77(3):296-302. doi 10.1189/JLB.0704411

17. Johnstone A.P., Williams G.T. Role of DNA breaks and ADP-ribosyl transferase activity in eukaryotic differentiation demonstrated in human lymphocytes. Nature. 1982;300(5890):368-370. doi 10.1038/300368A0

18. Kaminskas E., Li J.C. DNA fragmentation in permeabilized cells and nuclei. The role of (Ca2+ + Mg2+)-dependent endodeoxyribonuclease. Biochem. J. 1989;261(1):17-21. doi 10.1042/BJ2610017

19. Kananen L., Hurme M., Bürkle A., Moreno-Villanueva M., Bernhardt J., Debacq-Chainiaux F., Grubeck-Loebenstein B., Malavolta M., Basso A., Piacenza F., Collino S., Gonos E.S., Sikora E., Gradinaru D., Jansen E.H.J.M., Dollé M.E.T., Salmon M., Stuetz W., Weber D., Grune T., Breusing N., Simm A., Capri M., Franceschi C., Slagboom E., Talbot D., Libert C., Raitanen J., Koskinen S., Härkänen T., Stenholm S., Ala-Korpela M., Lehtimäki T., Raitakari O.T., Ukkola O., Kähönen M., Jylhä M., Jylhävä J. Circulating cell-free DNA in health and disease – the relationship to health behaviours, ageing phenotypes and metabolomics. GeroScience. 2023;45(1): 85-103. doi 10.1007/S11357-022-00590-8

20. Kiang J.G., Zhai M., Lin B., Smith J.T., Anderson M.N., Jiang S. Cotherapy of pegylated G-CSF and ghrelin for enhancing survival after exposure to lethal radiation. Front. Pharmacol. 2021;12: 628018. doi 10.3389/FPHAR.2021.628018

21. Korabecna M., Zinkova A., Brynychova I., Chylikova B., Prikryl P., Sedova L., Neuzil P., Seda O. Cell-free DNA in plasma as an essential immune system regulator. Sci. Rep. 2020;10(1):17478. doi 10.1038/S41598-020-74288-2

22. Kovtonyuk L.V., Fritsch K., Feng X., Manz M.G., Takizawa H. Inflamm- aging of hematopoiesis, hematopoietic stem cells, and the bone marrow microenvironment. Front. Immunol. 2016;7:502. doi 10.3389/FIMMU.2016.00502

23. Kulkarni R., Kale V. Physiological cues involved in the regulation of adhesion mechanisms in hematopoietic stem cell fate decision. Front. Cell Dev. Biol. 2020;8:611. doi 10.3389/FCELL.2020.00611

24. Kumar S., Geiger H. HSC niche biology and HSC expansion ex vivo. Trends Mol. Med. 2017;23(9):799. doi 10.1016/J.MOLMED.2017.07.003

25. Langston L.D., Symington L.S. Gene targeting in yeast is initiated by two independent strand invasions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004; 101(43):15392-15397. doi 10.1073/PNAS.0403748101

26. Lauková L., Bertolo E.M.J., Zelinková M., Borbélyová V., Čonka J., Gaál Kovalčíková A., Domonkos E., Vlková B., Celec P. Early dynamics of plasma DNA in a mouse model of sepsis. Shock. 2019; 52(2):257-263. doi 10.1097/SHK.0000000000001215

27. Lévesque J.P., Helwani F.M., Winkler I.G. The endosteal ‘osteoblastic’ niche and its role in hematopoietic stem cell homing and mobilization. Leukemia. 2010;24(12):1979-1992. doi 10.1038/leu.2010.214

28. Li J., Read L.R., Baker M.D. The mechanism of mammalian gene replacement is consistent with the formation of long regions of heteroduplex DNA associated with two crossing-over events. Mol. Cell. Biol. 2001;21(2):501-510. doi 10.1128/MCB.21.2.501-510.2001

29. Likhacheva A.S., Nikolin V.P., Popova N.A., Rogachev V.A., Prokhorovich M.A., Sebeleva T.E., Bogachev S.S., Shurdov M.A. Exogenous DNA can be captured by stem cells and be involved in their rescue from death after lethal-dose γ-radiation. Gene Therapy Mol. Biol. 2007;11:305-314

30. Likhacheva A.S., Rogachev V.A., Nikolin V.P., Popova N.A., Shilov A.G., Sebeleva T.E., Strunkin D.N., Chernykh E.R., Gel’fgat E.L., Bogachev S.S., Shurdov M.A. Involvement of exogenous DNA in the molecular processes in somatic cell. Informatsionnyy Vestnik VOGiS = The Herald of Vavilov Society for Geneticists and Breeders. 2008;12(3):426-473 (in Russian)

31. Lucas D. Leukocyte trafficking and regulation of murine hematopoietic stem cells and their niches. Front. Immunol. 2019;10:387. doi 10.3389/FIMMU.2019.00387/BIBTEX

32. Maizels N., Davis L. Initiation of homologous recombination at DNA nicks. Nucleic Acids Res. 2018;46:6962-6973. doi 10.1093/NAR/GKY588

33. Maniatis T., Fritch E., Sambrook D. Methods of Genetic Engineering. Molecular Cloning. Moscow: Mir Publ., 1984 (in Russian)

34. McMahon G., Alsina J.L., Levy S.B. Induction of a Ca2+, Mg2+-dependent endonuclease activity during the early stages of murine erythroleukemic cell differentiation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984; 81(23):7461-7465. doi 10.1073/PNAS.81.23.7461

35. Mendelson A., Frenette P.S. Hematopoietic stem cell niche maintenance during homeostasis and regeneration. Nat. Med. 2014;20(8): 833-846. doi 10.1038/NM.3647

36. Morita Y., Ema H., Nakauchi H. Heterogeneity and hierarchy within the most primitive hematopoietic stem cell compartment. J. Exp. Med. 2010;207(6):1173-1182. doi 10.1084/JEM.20091318

37. Muller-Sieburg C., Sieburg H.B. Stem cell aging: survival of the laziest? Cell Cycle. 2008;7(24):3798-3804. doi 10.4161/CC.7.24.7214

38. Patkin E.L., Kustova M.E., Noniashvili E.M. DNA-strand breaks in chromosomes of early mouse embryos as detected by in situ nick translation and gap filling. Genome. 1995;38:381-384. doi 10.1139/G95-049

39. Petrova D.D., Dolgova E.V., Proskurina A.S., Ritter G.S., Ruzanova V.S., Efremov Y.R., Potter E.A., Kirikovich S.S., Levites E.V., Taranov O.S., Ostanin A.A., Chernykh E.R., Kolchanov N.A., Bogachev S.S. The new general biological property of stem-like tumor cells (Part II: Surface molecules, which belongs to distinctive groups with particular functions, form a unique pattern characteristic of a certain type of tumor stem-like cells). Int. J. Mol. Sci. 2022; 23(24):15800. doi 10.3390/ijms232415800

40. Pierce H., Zhang D., Magnon C., Lucas D., Christin J.R., Huggins M., Schwartz G.J., Frenette P.S. Cholinergic signals from the CNS regulate G-CSF-mediated HSC mobilization from bone marrow via a glucocorticoid signaling relay. Cell Stem. Cell. 2017;20:648-658.e4. doi 10.1016/J.STEM.2017.01.002

41. Pinho S., Frenette P.S. Haematopoietic stem cell activity and interactions with the niche. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2019;20(5):303-320. doi 10.1038/S41580-019-0103-9

42. Potter E.A., Proskurina A.S., Ritter G.S., Dolgova E.V., Nikolin V.P., Popova N.A., Taranov O.S., Efremov Y.R., Bayborodin S.I., Ostanin A.A., Chernykh E.R., Kolchanov N.A., Bogachev S.S. Efficacy of a new cancer treatment strategy based on eradication of tumor-initiating stem cells in a mouse model of Krebs-2 solid adenocarcinoma. Oncotarget. 2018;9(47):28486-28499. doi 10.18632/oncotarget.25503

43. Potter E.A., Dolgova E.V., Proskurina A.S., Ruzanova V.S., Efremov Y.R., Kirikovich S.S., Oshikhmina S.G., Mamaev A.L., Taranov O.S., Bryukhovetskiy A.S., Grivtsova L.U., Kolchanov N.A., Os-tanin A.A., Chernykh E.R., Bogachev S.S. Stimulation of mouse hematopoietic stem cells by angiogenin and DNA preparations. Braz. J. Med. Biol. Res. 2024;57:e13072. doi 10.1590/1414-431X2024E13072

44. Pulito V.L., Miller D.L., Sassa S., Yamane T. DNA fragments in Friend erythroleukemia cells induced by dimethyl sulfoxide. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983;80(19):5912-5915. doi 10.1073/PNAS.80.19.5912

45. Rass E., Grabarz A., Bertrand P., Lopez B.S. Double strand break repair, one mechanism can hide another: alternative non-homologous end joining. Cancer Radiother. 2012;16:1-10. doi 10.1016/J.CANRAD.2011.05.004

46. Redondo P.A., Pavlou M., Loizidou M., Cheema U. Elements of the niche for adult stem cell expansion. J. Tissue Eng. 2017;8: 2041731417725464. doi 10.1177/2041731417725464

47. Ritter G.S., Dolgova E.V., Petrova D.D., Efremov Y.R., Proskurina A.S., Potter E.A., Ruzanova V.S., Kirikovich S.S., Levites E.V., Taranov O.S., Ostanin A.A., Chernykh E.R., Kolchanov N.A., Bogachev S.S. The new general biological property of stem-like tumor cells. Part I. Peculiarities of the process of the double-stranded DNA fragments internalization into stem-like tumor cells. Front. Genetics. 2022;13:954395. doi 10.3389/fgene.2022.954395

48. Rix B., Maduro A.H., Bridge K.S., Grey W. Markers for human haematopoietic stem cells: the disconnect between an identification marker and its function. Front. Physiol. 2022;13. doi 10.3389/FPHYS.2022.1009160

49. Rubnitz J., Subramani S. The minimum amount of homology required for homologous recombination in mammalian cells. Mol. Cell. Biol. 1984;4(11):2253-2258. doi 10.1128/MCB.4.11.2253-2258.1984

50. Ruzanova V., Proskurina A., Efremov Y., Kirikovich S., Ritter G., Levites E., Dolgova E., Potter E., Babaeva O., Sidorov S., Taranov O., Ostanin A., Chernykh E., Bogachev S. Chronometric administration of cyclophosphamide and a double-stranded DNA-Mix at interstrand crosslinks repair timing, called “Karanahan” therapy, is highly efficient in a weakly immunogenic Lewis carcinoma model. Pathol. Oncol. Res. 2022;28. doi 10.3389/PORE.2022.1610180

51. Saitoh T., Fujita N., Yoshimori T., Akira S. Regulation of dsDNAinduced innate immune responses by membrane trafficking. Autophagy. 2010;6:430-432. doi 10.4161/AUTO.6.3.11611

52. Scharf P., Broering M.F., da Rocha G.H.O., Farsky S.H.P. Cellular and molecular mechanisms of environmental pollutants on hematopoiesis. Int. J. Mol. Sci. 2020;21(19):6996. doi 10.3390/IJMS21196996

53. Scher W., Friend C. Breakage of DNA and alterations in folded genomes by inducers of differentiation in Friend erythroleukemic cells. Cancer Res. 1978;38:841-849

54. Seita J., Weissman I.L. Hematopoietic stem cell: self-renewal versus differentiation. Wiley Interdiscip. Rev. Syst. Biol. Med. 2010;2(6): 640-653. doi 10.1002/WSBM.86

55. Silberstein L., Goncalves K.A., Kharchenko P.V., Turcotte R., Kfoury Y., Mercier F., Baryawno N., Severe N., Bachand J., Spencer J.A., Papazian A., Lee D., Chitteti B.R., Srour E.F., Hoggatt J., Tate T., Lo Celso C., Ono N., Nutt S., Heino J., Sipilä K., Shioda T., Osawa M., Lin C.P., Hu G.-fu, Scadden D.T. Proximity-based differential single-cell analysis of the niche to identify stem/progenitor cell regulators. Cell Stem Cell. 2016;19(4):530-543. doi 10.1016/J.STEM.2016.07.004

56. So A., Le Guen T., Lopez B.S., Guirouilh-Barbat J. Genomic rearrangements induced by unscheduled DNA double strand breaks in somatic mammalian cells. FEBS J. 2017;284(15):2324-2344. doi 10.1111/FEBS.14053

57. Szade K., Gulati G.S., Chan C.K.F., Kao K.S., Miyanishi M., Marjon K.D., Sinha R., George B.M., Chen J.Y., Weissman I.L. Where hematopoietic stem cells live: the bone marrow niche. Antioxid. Redox Signal. 2018;29:191. doi 10.1089/ARS.2017.7419

58. Vatolin S.Y., Okhapkina E.V., Matveeva N.M., Shilov A.G., Baiborodin S.I., Philimonenko V.V., Zhdanova N.S., Serov O.L. Scheduled perturbation in DNA during in vitro differentiation of mouse embryo-derived cells. Mol. Reprod. Dev. 1997;47(1):1-10. doi 10.1002/(SICI)1098-2795(199705)47:1<1::AID-MRD1>3.0.CO;2-R

59. Vriend L.E.M., Krawczyk P.M. Nick-initiated homologous recombination: protecting the genome, one strand at a time. DNA Repair. 2017; 50:1-13. doi 10.1016/J.DNAREP.2016.12.005

60. Wang S., Zhang Y., Meng W., Dong Y., Zhang S., Teng L., Liu Y., Li L., Wang D. The involvement of macrophage colony stimulating factor on protein hydrolysate injection mediated hematopoietic function improvement. Cells. 2021;10(10):2776. doi 10.3390/CELLS10102776

61. Wilkinson A.C., Igarashi K.J., Nakauchi H. Haematopoietic stem cell self-renewal in vivo and ex vivo. Nat. Rev. Genet. 2020;21(9):541-554. doi 10.1038/s41576-020-0241-0

62. Winkler I.G., Barbier V., Nowlan B., Jacobsen R.N., Forristal C.E., Patton J.T., Magnani J.L., Lévesque J.P. Vascular niche E-selectin regulates hematopoietic stem cell dormancy, self renewal and chemoresistance. Nat. Med. 2012;18(11):1651-1657. doi 10.1038/NM.2969

63. Xu S.Y. Sequence-specific DNA nicking endonucleases. Biomol. Concepts. 2015;6(4):253-267. doi 10.1515/BMC-2015-0016

64. Zhang C.C., Sadek H.A. Hypoxia and metabolic properties of hematopoietic stem cells. Antioxid. Redox. Signal. 2014;20(12):1891-1901. doi 10.1089/ARS.2012.5019

65. Zilio N., Ulrich H.D. Exploring the SSBreakome: genome-wide mapping of DNA single-strand breaks by next-generation sequencing. FEBS J. 2021;288(13):3948-3961. doi 10.1111/FEBS.15568