Определение типа цитоплазмы у растений семейства Капустные (Brassicaceae Burnett) с помощью ДНК маркеров

Идентификация типа цитоплазмы с использованием молекулярных маркеров позволяет упростить отбор пар для скрещивания при создании гибридов на основе цитоплазматической мужской стерильности (ЦМС). На 40 образцах семейства Капустные (Brassicaceae Burnett) для определения типа цитоплазмы были протестированы 22 пары уже известных праймеров, отобранных из литературных источников. С использованием стандартной и мультиплексной ПЦР были идентифицированы 7 различных типов цитоплазмы (Ogura, Ogu-NWSUAF, nap, pol, cam, rad, ole) у коллекционных образцов. Расшифровка нуклеотидной после- довательности продуктов, дифференцирующих различные типы стерильности цитоплазмы, подтвердила наличие в митохондриальной ДНК (мтДНК) исследуемых стерильных образцов локусов генов orf138, orf222, orf224, связанных c проявлением признака ЦМС. У стерильного образца капусты пекинской в мтДНК присутствовало сразу два гена, orf138 и orf222, что соответствовало типу Ogu-NWSUAF. У всех образцов, несущих цитоплазму Ogura, в мтДНК присутствовал участок 417 п.н., на 100 % гомологичный с митохондриальным геном orf138 – типа А (всего ранее выделяли 9 типов гена orf138 – от A до I). Исключение составил образец капусты белокочанной F1 Tekila, у которого был выявлен новый аллельный вариант гена orf138, характеризующийся наличием делеции в 39 п.н., но в отличие от orf138 – типа F, для которого также характерна делеция в 39 п.н., у него присутствовали две несинонимичные замены: A→T по 95-й позиции и G→A по 99-й позиции.

Brassicaceae Burnett, митохондриальная ДНК (мтДНК), цитоплазматическая мужская стерильность (ЦМС), ЦМС Ogura, ЦМС Ogu-NWSUAF, orf138, ПЦР

1. Бунин М.С. Новые овощные культуры России. М.: Росинформагротех, 2002.

2. Карлов Г.И. Молекулярно-генетические и молекулярно-цитогенетические подходы для ускоренного создания селекционного материала растений с заданными свойствами: Автореф. дис. … д-ра биол. наук. М., 2010.

3. Aldrich H.C., Gracen V.E., York D., Earle E.D., Yoder O.C. Ultrastructural effects of Helminthosporium maydis race T toxin on mitochondria of corn roots and protoplasts. Tissue Cell. 1977;9(1):167-177.

4. Bannerot H., Boulidard Y., Temp J. Transfer of cytoplasmic maie sterility from Raphanus sativus to Brassica oleraceae. Proc. EUCARPIA Meeting Cruciferae. Dundee, 1974.

5. Bellaoui M., Martin-Canadell A., Pelletier G., Budar F. Low-copynumber molecules are produced by recombination, actively maintained and can be amplified in the mitochondrial genome of Brassicaceae: relationship to reversion of the male sterile phenotype in some cybrids. Mol. Gen. Genet. 1998;257:177-185.

6. Bonnet A. Breeding in France of a radish hybrid obtained bybuse of cytoplasmic male sterility. Eucarpia Cruciferae Newslett. 1977;2:5-6.

7. Dieterich J.-H. Mitochondriale genom- und expressionsanalysen zur charakterisierung der CMS-systeme tournefortii, juncea und tokumasu des raps (Brassica napus L.). Dissertation Universität Hannover 2002.

8. Fu T.D. Production and research on rapeseed in the Peoples Republic in China. Cruciferae Newslett. 1981;6:6-7.

9. Giancola S., Rao Y., Chaillou S., Hiard S., Martin-Canadell A., Pelletier G., Budar F. Cytoplasmic suppression of Ogura cytoplasmic male sterility in European natural populations of Raphanus raphanistrum. Theor Appl. Genet. 2007;114(8):1333-1343.

10. Hu B. Sterility and variation resulting from the transfer of polima cytoplasmic male sterility from Brassica napus into Brassica chinensis. J. Agricult. Sei. 1997;128:299-301.

11. Heyn F.W. Transfer of restorer genes from Raphanus to cytoplasmic male sterile Brassica napus. Cruciferae Newslett. 1976;1:15-16.

12. L’Homme Y., Stahl R.J., Li X.-Q., Hameed A., Brown G.G. Brassica nap cytoplasmic male sterility is associated with expression of a mtDNA region containing a chimeric gene similar to the polCMS associated orf224 gene. Curr. Genet. 1997;31:325-335.

13. Landgren M., Zetterstrand M., Sundberg E., Glimelius K. Alloplasmic male-sterile Brassica lines containing B. tournefortii mitochondria express an ORF 3’ of the atp6 gene and a 32 kDa protein. Plant Mol Biol. 1996;32:879-890.

14. Liu Z., Liu P., Long F., Hong D., He Q., Yang G. Fine mapping and candidate gene analysis of the nuclear restorer gene Rfp for pol CMS in rapeseed (Brassica napus L.). Theor. Appl. Genet. 2012;125: 773-779.

15. Li D. Preliminary report on breeding of male sterile, maintainer and restorer lines in Brassica napus L. Shaanxi J. Agricultural Sci. 1980; 1:26-29.

16. Motegi T., Nou I.S., Zhou J., Kanno A., Kameya T., Hirata Y. Obtaining an Ogura-type CMS line from asymmetrical protoplast fusion between cabbage (fertile) and radish (fertile). Euphytica. 2003;129:319-323.

17. Niemela T., Jauhiainen S.L., Tulisalo U. Transfer of the Kosena Rfk1 gene, required in hybrid seed production, from oilseed rape to turnip rape. Euphytica. 2010;175:1-12.

18. Ogura H. Studies on the new male-sterility in Japanese radish, with special reference to the utilization of this sterility towards the practical raising of hybrid seeds. Mem. Fac. Agric. Kagoshima Univ. 1968;6:39-78.

19. Pradhan A., Mukhopadhyay A., Pental D. Identification of the putative cytoplasmic donor of a CMS system in Brassica juncea. Plant Breeding. 1991;106:204-208.

20. Pelletier G., Primard C., Vedel F., Chetrit P., Remy R., Rouselle P., Renard M. Intergeneric cytoplasmic hybridization in Cruciferae by protoplast fusion. Mol. Gen. Genet. 1983;191:244-250.

21. Rawat D.S., Anand I.J. Male sterility in Indian mustard. Indian J. Genet. Plant Breeding. 1979;39:412-414.

22. Sakai T., Imamura J. Somatic Hybridization Between Radish (Raphanus sativus) and Rapeseed (Brassica napus). Biotechnology in Agriculture and Forestry. Somatic Hybridization in Crop Improvement I. Ed. Y.P.S. Dajaj. Berlin; Heidelberg, 1994;27:320-333.

23. Shiga T. Male sterility and cytoplasmic differentiation. Brassica Crops and Wild Allies-Biology and Breeding. Tokyo: Jap. Sci. Soc. Press, 1980.

24. Shiga T., Baba S. Cytoplasmic male sterility in oilseed rape, B. napus L. and its utilization to breeding. Jap. J. Breed. 1973;23:187-197.

25. Tanaka Y., Tsuda M., Yasumoto K., Yamagishi H., Terachi T. A complete mitochondrial genome sequence of Ogura-type male-sterile cytoplasm and its comparative analysis with that of normal cytoplasm in radish (Raphanus sativus L.). BMC Genomics. 2012;13:352-352. DOI: 10.1186/1471-2164-13-352

26. Thompson K.F. Cytoplasmic male sterility in oilseed rape. Heredity. 1972;29:253-257.

27. Wang C., Chen X., Lan T., Li H., Song W. Cloning and transcript analyses of the chimeric gene associated with cytoplasmic male sterility in cauliflower (Brassica oleracea var botrytis). Euphytica. 2006;151:111-119.

28. Wang Y., Ma S., Wang M., Zheng X., Gu M., Hu S. sequence analysis of the gene correlated with cytoplasmic male sterility (CMS) in rapeseed (Brassica napus) Polima and Shaan 2A. Chin. Sci. Bull. 2002;47(2):124-128.

29. Wei W.L., Wang H.Z., Liu G.H. Molecular identification of the sterile cytoplasm of NCa of a cytoplasmic male sterile line in rapeseed (Brassica napus L.). Sci. Agric. Sin. 2005;38:1965-1972.

30. Yamagishi H., Bhat S.R. Cytoplasmic male sterility in Brassicaceae crops. Breeding Sci. 2014;64:38-47. DOI: 10.1270/jsbbs.64.38

31. Yamagishi H., Glimelius K. Somatic hybrids between Arabidopsis thaliana and cytoplasmic male-sterile radish (Raphanus sativus). Plant Cell Rep. 2003;22:52-58.

32. Yamagishi H., Terachi T. Intra-and inter-specific variations in the mitochondrial gene orf138 of Ogura-type male sterile cytoplasm from Raphanus sativus and Raphanus raphanistrum. Theor. Appl. Genet. 2001;103:725-732.

33. Yang G.S., Fu T.D., Yang X.N. Studies on the ecotypical male sterile line of Brassica napus L. Acta Agronomica Sinica. 1995;21(2): 129-135.

34. Yarrow S.A., Burnett L.A., Wildeman R.P., Kemble R.J. The transfer of «Polima» cytoplasmic male sterility from oilseed rape (Brassica napus) to broccoli (B. oleracea) by protoplast fusion. Plant Cell Rep. 1990;9:185-188.

35. Zhao H.X., Li Z.J., Hu S.W., Sun G.L., Chang J.J., Zhang Z.H. Identification of cytoplasm types in rapeseed (Brassica napus L.) accessions by multiplex PCR assay. Theor Appl Genet. 2010; 121:643-650.