Влияние ограниченных интрогрессий от Triticum timopheevii Tausch. в геном мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) на физиологические и биохимические признаки в условиях полива и засухи

Межвидовая гибридизация у злаков используется как для сравнительного изучения строения и эволюции геномов, так и для извлечения из дикого генофонда полезных для селекции генов. Тетраплоидный вид пшеницы Triticum timopheevii давно используется как источник генов устойчивости к грибным болезням. Линия 821, созданная на генетическом фоне засухо- устойчивого, но чувствительного к болезням сорта яровой пшеницы Саратовская 29 (С29), несет от этого вида интрогрессии в хромосомы 2А, 2В и в субтеломерный район длинного плеча хромосомы 5А. Два генотипа сравнили по параметрам, связанным с прямой и непрямой реакцией фотосинтетического аппарата на водный стресс. По сравнению с исходным сортом С29 во флаговых листьях линии 821 наблюдали повышенную скорость транспирации и устьичную проводимость (примерно в 4 раза в оптимальных и в 1,3 раза в вододефицитных условиях) и, соот- ветственно, пониженную эффективность использования воды (в 1,6 раз в оптимальных и в 1,2 раза в вододефицитных условиях). Кроме того, в условиях водного стресса у линии 821 были снижены содержание хлорофиллов и каротиноидов, реальная эффективность фотосинтеза, скорость транспорта электронов в фотосистеме II, общая антиоксидантная способность (примерно в 3 раза) и повышена активность липоксигеназы (в 2 раза). В целом устойчивость к дефициту воды у линии снизилась по сравнению с родительским сортом, что сопровождалось подвяданием листьев. Таким образом, можно предположить, что хромосомы 2А, 2В и 5А засухоустойчивого сорта пшеницы С29 несут важные генетические факторы, контролирующие в растениях реакцию на водный стресс.

мягкая пшеница, Triticum timopheevii, интрогрессии, фотосинтез, флюоресценция хлорофилла, содержание пигментов в листе, активность антиоксидантных ферментов, засухоустойчивость

1. Бухов Н.Г. Динамическая световая регуляция фотосинтеза. Физиология растений. 2004;51(6):825-837.

2. Давыдов В.А. Количественные характеристики устьичного аппарата растений яровой пшеницы сорта Саратовская 29 при остром дефиците воды. Сельскохозяйственная биология. 2007;5:90-93.

3. Жуковский П.М., Мигушова Э.Ф. Наиболее высокоиммунный эндемичный генофонд для выведения устойчивых сортов пшеницы путем отдаленной гибридизации. Вестн. с.-х. науки. 1969; 2:9-20.

4. Журбицкий З.И. Теория и практика вегетационного метода. М.: Наука, 1968.

5. Иванов Б.Н. Роль аскорбиновой кислоты в фотосинтезе (обзор). Биохимия. 2014;79(3):364-372.

6. Ильина Л.Г. Селекция яровой мягкой пшеницы на Юго-Востоке. Саратов: Изд-во Саратовского ун-та, 1989.

7. Леонова И.Н., Родер М.С., Калинина Н. П., Будашкина Е.Б. Генетический анализ и локализация локусов, контролирующих устойчивость интрогрессивных линий Triticum aestivum × Triticum timopheevii к листовой ржавчине. Генетика. 2008;44:1652-1659.

8. Обухова Л.В., Будашкина Е.Б., Ермакова М.Ф., Калинина Н.П., Шумный В.К. Качество зерна и муки у интрогрессивных линий мягкой пшеницы с генами устойчивости к листовой ржавчине от Triticum timopheevii Zhuk. C.-х. биология. 2008;5:38-42.

9. Пермякова М.Д., Труфанов В.А., Пшеничникова Т.А., Ермакова М.Ф. Роль липоксигеназы в определении качества зерна пшеницы. Прикладная биохимия и микробиология. 2010;46(1):96-102.

10. Полесская О.Г., Каширина Е.И., Алехина Н.Д. Изменение активности антиоксидантных ферментов в листьях и корнях пшеницы в зависимости от формы и дозы азота в среде. Физиол. растений. 2004;51(5):686-691.

11. Тимонова Е.М., Леонова И.Н., Белан И.А., Россеева Л.П., Салина Е.А. Влияние отдельных участков хромосом Triticum timopheevii на формирование устойчивости к болезням и количественные признаки мягкой пшеницы. Вавил. журн. генет. и селекции. 2012;16(1):142-159.

12. Aebi H. Catalase in vitro. Meth. Enzymol. 1984;105:121-126.

13. Arbuzova V.S., Efremova T.T., Laikova L.I., Maystrnko O.I., Popova M., Pshenichnikova T.A. The development of precise genetic stocks in two wheat cultivars and their use in genetic analysis. Euphytica. 1996;89:11-15.

14. Asada K. The water-water cycle in chloroplasts: Scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999;50:601-639.

15. Baier M., Noctor G., Foyer C., Dietz K.J. Antisense suppression of 2-cysteine peroxiredoxinin Arabidopsis specifically enhances the activities and expression of enzymes associated with ascorbate metabolism but not glutathione metabolism. Plant Physiol. 2000;124:823-832.

16. Bartoli C.G., Guiamet J.J., Kiddle G., Pastori G.M., Cagno R.D., Theodoulou F.L., Foyer C.H. Ascorbate content of wheat leaves is not determined by maximal l-galactono-1,4-lactone dehydrogenase (GalLDH) activity under drought stress. Plant, Cell Env. 2005;28:1073-1081.

17. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analyt. Biochem. 1976;72:248-254.

18. Budashkina E. Cytogenetic study of introgressive disease-resistant common wheat lines. Tag. Ber. Acad. Landwirtsch. Wiss. DDR. 1988;206:209-212.

19. Budashkina E.B., Kalinina N.P. Development and genetic analysis of common wheat introgressive lines resistant to leaf rust. Acta Phytopathol. Entomol. 2001;36:61-65.

20. de Lamotte F., Vianey-Liaud N., Duviau M., Kobrehel K. Glutathione reductase in wheat grain. 1. Isolation and Characterization. J. Agric. Food Chem. 2000;48:4978-4983. https://doi.org/10.1021/jf0003808

21. Ehdaie B., Whitkus R.N., Waines S.G. Root biomass, water-use efficiency and performance of wheat-rye translocations of chromosomes 1 and 2 in spring bread wheat «Pavon». Crop Sci. 2003;43:710-717.

22. Foyer C.H., Shigeoka S. Understanding oxidative stress and antioxidant functions to enhance photosynthesis. Plant Physiol. 2011;155: 93-100.

23. Gallie D.R. L-Ascorbic Acid: A multifunctional molecule supporting plant growth and development. Scientifica. 2013;2013. Article ID 795964, 24 p. https://doi.org/10.1155/2013/795964

24. Giannopolitis C.N., Ries S.K. Superoxide Dismutase. 1. Occurrence in Higher Plants. Plant Physiol. 1977;59:309-314.

25. Jarén-Galán M., Minguez-Mosquera M.I. β-caroten and capsanthin cooxidation by lipoxygenase. Kinetic and Thermodynamic aspects of the reaction. J. Agric. Food Chem. 1997;45:4814-4820.

26. Leonova I.N., Kalinina N.P., Budashkina E.B., Röder M.S., Salina E.A.Comparative molecular and genetic analysis of Triticum aestivum × Triticum timopheevii hybrid lines resistant to leaf rust. EWAC Newslett. 2001. Proc. 11th EWAC Conf., Novosibirsk, Russia, 24-28 July, 2000. Ed. T.A. Pshenichnikova, A.J. Worland.

27. Li W.L., Faris J.D., Chittoor J.M., Leach J.E., Hulbert S.H., Liu D.J., Chen P.D., Gill B.S. Genomic mapping of defense response genes in wheat. Theor. Appl. Genet. 1999;98:226-233.

28. Luna C., Pastory G., Driscoll S., Groten K. Drought control on H2O2 accumulation, catalase (CAT) activity and CAT gene expression in wheat. J. Exp. Bot. 2005;56:417-423. https://doi.org/10.1093/jxb/eri039

29. McIntosh R.A., Yamazaki Y., Dubcovsky J., Rogers J, Morris C, Appels R., XC Xia Catalogue of Gene Symbols for Wheat. 2013. 12th Intern. Wheat Genet. Symp., 8-13 September 2013, Yokohama, Japan.

30. Nakano Y., Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbatespecific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol. 1981; 22:867-880.

31. Neuman P.R., Hart G.E. Genetic control of the mitochondrial form of superoxide dismutase in hexaploid wheat. Biochem. Genetics. 1986; 24:435-446.

32. Osipova S.V., Permyakov A.V., Permyakova M.D., Pshenichnikova T.A., Genaev M.A., Börner A. The antioxidant enzymes activity in leaves of inter-varietal substitution lines of wheat (Triticum aestivum L.) with different tolerance to soil water deficit. Acta Physiol. Plant. 2013;35:2455-2465.

33. Qi L., Friebe B., Zhang P., Gill B.S. Homoeologous recombination, chromosome engineering and crop improvement. Chromosome Res. 2007;15:3-19.

34. Rabinovich S.V. Importance of wheat-rye translocation for breeding modern cultivars of Triticum aestivum L. Euphytica. 1998;100: 323-340.

35. Salina E.A., Leonova I.N., Efremova T.T., Röder M.S. Wheat genome structure: translocations during the course of polyploidization. Funct. Integr. Genomics. 2006;6:71-80.

36. Schaller F. Enzymes of biosynthesis of octadecanoid-derived signaling molecules. J. Exp. Bot. 2001;52(354):11-23.

37. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. Gene networks involved in drought stress response and tolerance. J. Expt. Bot. 2007;58:221-227. https://doi.org/10.1093/jxb/erl164

38. Wettstein D. Chlorophyll-letale und der submikroskopische form wechsel der Plastiden. Exp. Cell Res. 1957;12:427-506.