Влияние ограниченных интрогрессий от Triticum timopheevii Tausch. в геном мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) на физиологические и биохимические признаки в условиях полива и засухи

Межвидовая гибридизация у злаков используется как для сравнительного изучения строения и эволюции геномов, так и для извлечения из дикого генофонда полезных для селекции генов. Тетраплоидный вид пшеницы Triticum timopheevii давно используется как источник генов устойчивости к грибным болезням. Линия 821, созданная на генетическом фоне засухо- устойчивого, но чувствительного к болезням сорта яровой пшеницы Саратовская 29 (С29), несет от этого вида интрогрессии в хромосомы 2А, 2В и в субтеломерный район длинного плеча хромосомы 5А. Два генотипа сравнили по параметрам, связанным с прямой и непрямой реакцией фотосинтетического аппарата на водный стресс. По сравнению с исходным сортом С29 во флаговых листьях линии 821 наблюдали повышенную скорость транспирации и устьичную проводимость (примерно в 4 раза в оптимальных и в 1,3 раза в вододефицитных условиях) и, соот- ветственно, пониженную эффективность использования воды (в 1,6 раз в оптимальных и в 1,2 раза в вододефицитных условиях). Кроме того, в условиях водного стресса у линии 821 были снижены содержание хлорофиллов и каротиноидов, реальная эффективность фотосинтеза, скорость транспорта электронов в фотосистеме II, общая антиоксидантная способность (примерно в 3 раза) и повышена активность липоксигеназы (в 2 раза). В целом устойчивость к дефициту воды у линии снизилась по сравнению с родительским сортом, что сопровождалось подвяданием листьев. Таким образом, можно предположить, что хромосомы 2А, 2В и 5А засухоустойчивого сорта пшеницы С29 несут важные генетические факторы, контролирующие в растениях реакцию на водный стресс.

мягкая пшеница, Triticum timopheevii, интрогрессии, фотосинтез, флюоресценция хлорофилла, содержание пигментов в листе, активность антиоксидантных ферментов, засухоустойчивость,

1. Бухов Н.Г. Динамическая световая регуляция фотосинтеза. Физиология растений. 2004;51(6):825-837.

2. Давыдов В.А. Количественные характеристики устьичного аппарата растений яровой пшеницы сорта Саратовская 29 при остром дефиците воды. Сельскохозяйственная биология. 2007;5:90-93.

3. Жуковский П.М., Мигушова Э.Ф. Наиболее высокоиммунный эндемичный генофонд для выведения устойчивых сортов пшеницы путем отдаленной гибридизации. Вестн. с.-х. науки. 1969; 2:9-20.

4. Журбицкий З.И. Теория и практика вегетационного метода. М.: Наука, 1968.

5. Иванов Б.Н. Роль аскорбиновой кислоты в фотосинтезе (обзор). Биохимия. 2014;79(3):364-372.

6. Ильина Л.Г. Селекция яровой мягкой пшеницы на Юго-Востоке. Саратов: Изд-во Саратовского ун-та, 1989.

7. Леонова И.Н., Родер М.С., Калинина Н. П., Будашкина Е.Б. Генетический анализ и локализация локусов, контролирующих устойчивость интрогрессивных линий Triticum aestivum × Triticum timopheevii к листовой ржавчине. Генетика. 2008;44:1652-1659.

8. Обухова Л.В., Будашкина Е.Б., Ермакова М.Ф., Калинина Н.П., Шумный В.К. Качество зерна и муки у интрогрессивных линий мягкой пшеницы с генами устойчивости к листовой ржавчине от Triticum timopheevii Zhuk. C.-х. биология. 2008;5:38-42.

9. Пермякова М.Д., Труфанов В.А., Пшеничникова Т.А., Ермакова М.Ф. Роль липоксигеназы в определении качества зерна пшеницы. Прикладная биохимия и микробиология. 2010;46(1):96-102.

10. Полесская О.Г., Каширина Е.И., Алехина Н.Д. Изменение активности антиоксидантных ферментов в листьях и корнях пшеницы в зависимости от формы и дозы азота в среде. Физиол. растений. 2004;51(5):686-691.

11. Тимонова Е.М., Леонова И.Н., Белан И.А., Россеева Л.П., Салина Е.А. Влияние отдельных участков хромосом Triticum timopheevii на формирование устойчивости к болезням и количественные признаки мягкой пшеницы. Вавил. журн. генет. и селекции. 2012;16(1):142-159.

12. Aebi H. Catalase in vitro. Meth. Enzymol. 1984;105:121-126.

13. Arbuzova V.S., Efremova T.T., Laikova L.I., Maystrnko O.I., Popova M., Pshenichnikova T.A. The development of precise genetic stocks in two wheat cultivars and their use in genetic analysis. Euphytica. 1996;89:11-15.

14. Asada K. The water-water cycle in chloroplasts: Scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999;50:601-639.

15. Baier M., Noctor G., Foyer C., Dietz K.J. Antisense suppression of 2-cysteine peroxiredoxinin Arabidopsis specifically enhances the activities and expression of enzymes associated with ascorbate metabolism but not glutathione metabolism. Plant Physiol. 2000;124:823-832.

16. Bartoli C.G., Guiamet J.J., Kiddle G., Pastori G.M., Cagno R.D., Theodoulou F.L., Foyer C.H. Ascorbate content of wheat leaves is not determined by maximal l-galactono-1,4-lactone dehydrogenase (GalLDH) activity under drought stress. Plant, Cell Env. 2005;28:1073-1081.

17. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analyt. Biochem. 1976;72:248-254.

18. Budashkina E. Cytogenetic study of introgressive disease-resistant common wheat lines. Tag. Ber. Acad. Landwirtsch. Wiss. DDR. 1988;206:209-212.

19. Budashkina E.B., Kalinina N.P. Development and genetic analysis of common wheat introgressive lines resistant to leaf rust. Acta Phytopathol. Entomol. 2001;36:61-65.

20. de Lamotte F., Vianey-Liaud N., Duviau M., Kobrehel K. Glutathione reductase in wheat grain. 1. Isolation and Characterization. J. Agric. Food Chem. 2000;48:4978-4983. DOI: 10.1021/jf0003808

21. Ehdaie B., Whitkus R.N., Waines S.G. Root biomass, water-use efficiency and performance of wheat-rye translocations of chromosomes 1 and 2 in spring bread wheat «Pavon». Crop Sci. 2003;43:710-717.

22. Foyer C.H., Shigeoka S. Understanding oxidative stress and antioxidant functions to enhance photosynthesis. Plant Physiol. 2011;155: 93-100.

23. Gallie D.R. L-Ascorbic Acid: A multifunctional molecule supporting plant growth and development. Scientifica. 2013;2013. Article ID 795964, 24 p. DOI:10.1155/2013/795964

24. Giannopolitis C.N., Ries S.K. Superoxide Dismutase. 1. Occurrence in Higher Plants. Plant Physiol. 1977;59:309-314.

25. Jarén-Galán M., Minguez-Mosquera M.I. β-caroten and capsanthin cooxidation by lipoxygenase. Kinetic and Thermodynamic aspects of the reaction. J. Agric. Food Chem. 1997;45:4814-4820.

26. Leonova I.N., Kalinina N.P., Budashkina E.B., Röder M.S., Salina E.A.Comparative molecular and genetic analysis of Triticum aestivum × Triticum timopheevii hybrid lines resistant to leaf rust. EWAC Newslett. 2001. Proc. 11th EWAC Conf., Novosibirsk, Russia, 24–28 July, 2000. Ed. T.A. Pshenichnikova, A.J. Worland.

27. Li W.L., Faris J.D., Chittoor J.M., Leach J.E., Hulbert S.H., Liu D.J., Chen P.D., Gill B.S. Genomic mapping of defense response genes in wheat. Theor. Appl. Genet. 1999;98:226-233.

28. Luna C., Pastory G., Driscoll S., Groten K. Drought control on H2O2 accumulation, catalase (CAT) activity and CAT gene expression in wheat. J. Exp. Bot. 2005;56:417-423. DOI: 10.1093/jxb/eri039

29. McIntosh R.A., Yamazaki Y., Dubcovsky J., Rogers J, Morris C, Appels R., XC Xia Catalogue of Gene Symbols for Wheat. 2013. 12th Intern. Wheat Genet. Symp., 8–13 September 2013, Yokohama, Japan.

30. Nakano Y., Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbatespecific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol. 1981; 22:867-880.

31. Neuman P.R., Hart G.E. Genetic control of the mitochondrial form of superoxide dismutase in hexaploid wheat. Biochem. Genetics. 1986; 24:435-446.

32. Osipova S.V., Permyakov A.V., Permyakova M.D., Pshenichnikova T.A., Genaev M.A., Börner A. The antioxidant enzymes activity in leaves of inter-varietal substitution lines of wheat (Triticum aestivum L.) with different tolerance to soil water deficit. Acta Physiol. Plant. 2013;35:2455-2465.

33. Qi L., Friebe B., Zhang P., Gill B.S. Homoeologous recombination, chromosome engineering and crop improvement. Chromosome Res. 2007;15:3-19.

34. Rabinovich S.V. Importance of wheat-rye translocation for breeding modern cultivars of Triticum aestivum L. Euphytica. 1998;100: 323-340.

35. Salina E.A., Leonova I.N., Efremova T.T., Röder M.S. Wheat genome structure: translocations during the course of polyploidization. Funct. Integr. Genomics. 2006;6:71-80.

36. Schaller F. Enzymes of biosynthesis of octadecanoid-derived signaling molecules. J. Exp. Bot. 2001;52(354):11-23.

37. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. Gene networks involved in drought stress response and tolerance. J. Expt. Bot. 2007;58:221-227. DOI: 10.1093/jxb/erl164

38. Wettstein D. Chlorophyll-letale und der submikroskopische form wechsel der Plastiden. Exp. Cell Res. 1957;12:427–506.