Особенности генетического картирования локусов, влияющих на образование эмбриогенного каллуса и регенерацию растений in vitro у зерновых и бобовых культур

Рекальцитрантность определяется как неспосо6ность видов или отдельных генотипов растений к эффективной регенерации и/или трансформации в культуре in vitro и представляет со6ой самое существенное ограничение для геномного редактирования сельскохозяйственных культур. Для разра6отки протоколов генотип-независимой трансформации и регенерации культурных растений нео6ходимы знания о генетических факторах, детерминирующих рекальцитрантность у различных видов растений в условиях in vitro. Поиск их путем классического картирования QTL для признаков эффективности каллусоо6разования, регенерации, трансформации в расщепляющихся популяциях считается сложным и трудоемким процессом из-за специфичной природы анализируемых фенотипов и сильной взаимосвязи «генотип – среда». B статье приводится о6зор методологии, перспектив и наи6олее ярких достижений «прямой» генетики в идентификации генетических детерминант рекальцитрантности у самых востре6ованных и одновременно наи6олее трудных для ра6оты in vitro зерновых и 6о6овых культур. Приведены примеры генетического картирования и успешного клонирования генов, отвечающих за разные аспекты рекальцитрантности у злаков. Tак, установлено, что формирование 6ыстро пролиферирующего эм6риогенного каллуса II типа у кукурузы определяется повышенной экспрессией гена Wox2a. Популярный в „понии сорт риса Koshihikari плохо регенерирует в культуре in vitro из-за нарушенного мета6олизма нитратов, так как отличается низким уровнем экспрессии нитритредуктазы (NiR), прео6разующей нитрит в аммиак. По6урение каллуса, встречающееся среди многих видов растений и приводящее к снижению регенерационной спосо6ности, у сортов риса (Oryza sativa ssp. indica) зависит от уровня экспрессии гена Browning of Callus1 (BOC1), который кодирует 6елок SRO (Similar to RCD One), регулирующий реакцию растения на окислительный стресс. Аналогичные ра6оты по картированию локусов для признаков соматического эм6риогенеза у сои позволили о6наружить мажорные (major) QTL, о6ъясняющие 45 и 26 % изменчивости признака. Исследования по генетическому картированию локусов, влияющих на эффективность регенерации и эм6риогенеза у рекальцитрантных видов растений, имеют очевидные перспективы в связи с появлением аннотированных референсных геномов, высокопроизводительного генотипирования и генетических карт с высоким разрешением.

1. Altpeter F., Springer N.M., Bartley L.E., Blechl A.E., Brutnell T.P., Citovsky V., Conrad L.J., Gelvin S.B., Jackson D.P., Kausch A.P., Lemaux P.G., Medford J.I., Orozco-Cárdenas M.L., Tricoli D.M., Van Eck J., Voytas D.F., Walbot V., Wang K., Zhang Z.J., Stewart C.N. Advancing crop transformation in the era of genome editing. Plant Cell. 2016;28(7):1510-1520. doi 10.1105/tpc.16.00196

2. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool. J Mol Biol. 1990;215(3):403-410. doi 10.1016/S0022-2836(05)80360-2

3. Armstrong C.L., Romero-Severson J., Hodges T.K. Improved tissue culture response of an elite maize inbred through backcross breeding, and identification of chromosomal regions important for regeneration by RFLP analysis. Theor Appl Genet. 1992;84(5-6):755-762. doi 10.1007/BF00224181

4. Baker A., Carrier D.J., Schaedler T., Waterham H.R., van Roermund C.W., Theodoulou F.L. Peroxisomal ABC transporters: functions and mechanism. Biochem Soc Trans. 2015;43(5):959-965. doi 10.1042/BST20150127

5. Bekalu Z.E., Panting M., Bæksted Holme I., Brinch-Pedersen H. Opportunities and challenges of in vitro tissue culture systems in the era of crop genome editing. Int J Mol Sci. 2023;24(15):11920. doi 10.3390/ijms241511920

6. Benson E.E. Special symposium: In vitro plant recalcitrance: an introduction. In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2000;36:141-148. doi 10.1007/s11627-000-0029-z

7. Boutilier K., Offringa R., Sharma V.K., Kieft H., Ouellet T., Zhang L., Hattori J., Liu C.M., van Lammeren A.A., Miki B.L., Custers J.B., van Lookeren Campagne M.M. Ectopic expression of BABY BOOM triggers a conversion from vegetative to embryonic growth. Plant Cell. 2002;14:1737-1749. doi 10.1105/tpc.001941

8. Chanvivattana Y., Bishopp A., Schubert D., Stock C., Moon Y.H., Sung Z.R., Goodrich J. Interaction of Polycomb-group proteins controlling flowering in Arabidopsis. Development. 2004;131(21): 5263-5276. doi 10.1242/dev.01400

9. Chen F., Yang Y., Luo X., Zhou W., Dai Y., Zheng C., Liu W., Yang W., Shu K. Genome-wide identification of GRF transcription factors in soybean and expression analysis of GmGRF family under shade stress. BMC Plant Biol. 2019;19(1):269. doi 10.1186/s12870-019-1861-4

10. Chen Z., Debernardi J.M., Dubcovsky J., Gallavotti A. Recent advances in crop transformation technologies. Nat Plants. 2022;8(12): 1343-1351. doi 10.1038/s41477-022-01295-8

11. Debernardi J.M., Tricoli D.M., Ercoli M.F., Hayta S., Ronald P., Palatnik J.F., Dubcovsky J. A GRF–GIF chimeric protein improves the regeneration efficiency of transgenic plants. Nature Biotechnol. 2020;38(11):1274-1279. doi 10.1038/s41587-020-0703-0

12. Duncan D.R., Williams M.E., Zehr B.E., Widholm J.M. The production of callus capable of plant regeneration from immature embryos of numerous Zea mays genotypes. Planta. 1985;165(3):322-332. doi 10.1007/BF00392228

13. Fan M., Xu C., Xu K., Hu Y. LATERAL ORGAN BOUNDARIES DOMAIN transcription factors direct callus formation in Arabidopsis regeneration. Cell Res. 2012;22(7):1169-1180. doi 10.1038/cr.2012.63

14. Frame B., Main M., Schick R., Wang K. Genetic transformation using maize immature zygotic embryos. In: Thorpe T., Yeung E. (Eds) Plant Embryo Culture. Methods in Molecular Biology. Vol. 710. Humana Press, 2011;327-341. https://doi10.1007/978-1-61737-988-8_22

15. Ge F., Luo X., Huang X., Zhang Y., He X., Liu M., Lin H., Peng H., Li L., Zhang Z., Pan G., Shen Y. Genome-wide analysis of transcription factors involved in maize embryonic callus formation. Physiol Plant. 2016;158(4):452-462. doi 10.1111/ppl.12470

16. Gordon-Kamm W., Spencer T.M., Mangano M.L., Adams T.R., Daines R.J., Start W.G., O’Brien J.V., Chambers S.A., Adams W.R. Jr., Willetts N.G., Rice T.B., Mackey C.J., Krueger R.W., Kausch A.P., Lemaux P.G. Transformation of maize cells and regeneration of fertile transgenic plants. Plant Cell. 1990;2(7):603-618. doi 10.1105/tpc.2.7.603

17. Green C.E., Phillips R.L. Plant regeneration from tissue cultures of maize. Crop Sci. 1975;15(3):417-421. doi 10.2135/cropsci1975.0011183X001500030040x

18. Hao Q., Zhang L., Yang Y., Shan Z., Zhou X.A. Genome-wide analysis of the WOX gene family and function exploration of GmWOX18 in soybean. Plants. 2019;8(7):215. doi 10.3390/plants8070215

19. He Y., Guo X., Lu R., Niu B., Pasapula V., Hou P., Cai F., Xu Y., Chen F. Changes in morphology and biochemical indices in browning callus derived from Jatropha curcas hypocotyls. Plant Cell Tiss Organ Cult. 2009;98:11-17. doi 10.1007/s11240-009-9533-y

20. Hisano H., Sato K. Genomic regions responsible for amenability to Agrobacterium-mediated transformation in barley. Sci Rep. 2016; 6(1):37505. doi 10.1038/srep37505

21. Hisano H., Meints B., Moscou M.J., Cistue L., Echávarri B., Sato K., Hayes P.M. Selection of transformation-efficient barley genotypes based on TFA (transformation amenability) haplotype and higher resolution mapping of the TFA loci. Plant Cell Rep. 2017;36(4):611- 620. doi 10.1007/s00299-017-2107-2

22. Jiang Y., Wei X., Zhu M., Zhang X., Jiang Q., Wang Z., Cao Y., An X., Wan X. Developmental regulators in promoting genetic transformation efficiency in maize and other plants. Curr Plant Biol. 2024; 40:100383. doi 10.1016/j.cpb.2024.100383

23. Kamolsukyeunyong W., Dabbhadatta Y., Jaiprasert A., Thunnom B., Poncheewin W., Wanchana S., Ruanjaichon V., Toojinda T., Burns P. Genome-wide association analysis identifies candidate loci for callus induction in rice (Oryza sativa L.). Plants. 2024;13(15):2112. doi 10.3390/plants13152112

24. Kausch A.P., Wang K., Kaeppler H.F., Gordon-Kamm W. Maize transformation: history, progress, and perspectives. Mol Breed. 2021; 41(6):38. doi 10.1007/s11032-021-01225-0

25. Lardon R., Geelen D. Natural variation in plant pluripotency and regeneration. Plants. 2020;9(10):1261. doi 10.3390/plants9101261

26. Lowe B.A., Way M.M., Kumpf J.M., Rout J., Warner D., Johnson R., Armstrong C.L., Spencer M.T., Chomet P.S. Marker assisted breeding for transformability in maize. Mol Breed. 2006;18:229-239. doi 10.1007/s11032-006-9031-4

27. Lowe K., Wu E., Wang N., Hoerster G., Hastings C., Cho M.J., Scelonge C., Lenderts B., Chamberlin M., Cushatt J., Wang L., Ryan L., Khan T., Chow-Yiu J., Hua W., Yu M., Banh J., Bao Z., Brink K., Igo E., Rudrappa B., Shamseer P.M., Bruce W., Newman L., Shen B., Zheng P., Bidney D., Falco C., Register J., Zhao Z.Y., Xu D., Jones T., Gordon-Kamm W. Morphogenic regulators Baby boom and Wuschel improve monocot transformation. Plant Cell. 2016;28(9):1998-2015. doi 10.1105/tpc.16.00124

28. Liu X., Bie X.M., Lin X., Li M., Wang H., Zhang X., Yang Y., Zhang C., Zhang X.S., Xiao J. Uncovering the transcriptional regulatory network involved in boosting wheat regeneration and transformation. Nat Plants. 2023;9(6):908-925. doi 10.1038/s41477-023-01406-z

29. Luo D., Shi L., Sun Z., Qi F., Liu H., Xue L., Li X., Liu H., Qu P., Zhao H., Dai X., Dong W., Zheng Z., Huang B., Fu L., Zhang X. Genome-wide association studies of embryogenic callus induction rate in peanut (Arachis hypogaea L.). Genes. 2024;15(2):160. doi 10.3390/genes15020160

30. Maren N.A., Duan H., Da K., Yencho G.C., Ranney T.G., Liu W. Genotype-independent plant transformation. Hortic Res. 2022;9: uhac047. doi 10.1093/hr/uhac047

31. McFarland F.L., Collier R., Walter N., Martinell B., Kaeppler S.M., Kaeppler H.F. A key to totipotency: Wuschel-like homeobox 2a unlocks embryogenic culture response in maize (Zea mays L.). Plant Biotechnol J. 2023;21(9):1860-1872. doi 10.1111/pbi.14098

32. Menz J., Modrzejewski D., Hartung F., Wilhelm R., Sprink T. Genome edited crops touch the market: a view on the global development and regulatory environment. Front Plant Sci. 2020;11:586027. doi 10.3389/fpls.2020.586027

33. Nagle M.F., Yuan J., Kaur D., Ma C., Peremyslova E., Jiang Y., Niño de Rivera A., Jawdy S., Chen J.G., Feng K., Yates T.B., Tuskan G.A., Muchero W., Fuxin L., Strauss S.H. GWAS supported by computer vision identifies large numbers of candidate regulators of in planta regeneration in Populus trichocarpa. G3. 2024;14(4):jkae026. doi 10.1093/g3journal/jkae026

34. Nam J., Matthysse A.G., Gelvin S.B. Differences in susceptibility of Arabidopsis ecotypes to crown gall disease may result from a deficiency in T-DNA integration. Plant Cell. 1997;9:317-333. doi 10.1105/tpc.9.3.317

35. Nishimura A., Ashikari M., Lin S., Takashi T., Angeles E.R., Yamamoto T., Matsuoka M., Khush G.S. Isolation of a rice regeneration quantitative trait loci gene and its application to transformation systems. Proc Natl Acad Sci USA. 2005;102(33):11940-11944. doi 10.1073/pnas.0504220102

36. Nivya V.M., Shah J.M. Recalcitrance to transformation, a hindrance for genome editing of legumes. Front Genome Ed. 2023;5:1247815. doi 10.3389/fgeed.2023.1247815

37. Omidbakhshfard M.A., Proost S., Fujikura U., Mueller-Roeber B. Growth-regulating factors (GRFs): a small transcription factor family with important functions in plant biology. Mol Plant. 2015;8(7): 998-1010. doi 10.1016/j.molp.2015.01.013

38. Pixley K.V., Falck-Zepeda J.B., Paarlberg R.L., Phillips P.W., SlametLoedin I.H., Dhugga K.S., Campos H., Gutterson N. Genome-edited crops for improved food security of smallholder farmers. Nat Genet. 2022;54(4):364-367. doi 10.1038/s41588-022-01046-7

39. Ricroch A., Clairand P., Harwood W. Use of CRISPR systems in plant genome editing: toward new opportunities in agriculture. Emerg Top Life Sci. 2017;1(2):169-182. doi 10.1042/etls20170085

40. Russell W.A. Registration of B70 and B73 parental lines of maize (Reg. Nos. PL16 and PL17). Crop Sci. 1972;12:721. doi 10.2135/cropsci1972.0011183X001200050085x

41. Salvo S., Cook J., Carlson A.R., Hirsch C.N., Kaeppler S.M., Kaeppler H.F. Genetic fine-mapping of a quantitative trait locus (QTL) associated with embryogenic tissue culture response and plant regeneration ability in maize (Zea mays L.). Plant Genome. 2018; 11(2):170111. doi 10.3835/plantgenome2017.12.0111

42. Song X., Han Y., Teng W., Sun G., Li W. Identification of QTL underlying somatic embryogenesis capacity of immature embryos in soybean (Glycine max (L.) Merr.). Plant Cell Rep. 2010;29(2):125-131. doi 10.1007/s00299-009-0804-1

43. Timonova E.M., Kiseleva A.A., Berezhnaia A.A., Nesterov M.A., Adonina I.G., Kochetov A.V., Salina E.A. Modification of agricultural traits in cultivated varieties of barley and wheat. Ecol Genet. 2023; 21:24-25. doi 10.17816/ecogen568184

44. Xu H., Guo Y., Qiu L., Ran Y. Progress in soybean genetic transformation over the last decade. Front Plant Sci. 2022;13:900318. doi 10.3389/fpls.2022.900318

45. Yang C., Zhao T., Yu D., Gai J. Somatic embryogenesis and plant regeneration in Chinese soybean (Glycine max (L.) Merr.) – impacts of mannitol, abscisic acid, and explant age. In Vitro Cell Dev Biol Plant. 2009;45:180-188. doi 10.1007/s11627-009-9205-y

46. Yang C., Zhao T., Yu D., Gai J. Mapping QTLs for tissue culture response in soybean (Glycine max (L.) Merr.). Mol Cells. 2011; 32(4):337-342. doi 10.1007/s10059-011-0063-1

47. Zhang K., Su J., Xu M., Zhou Z., Zhu X., Ma X., Hou J., Tan L., Zhu Z., Cai H., Liu F., Sun H., Gu P., Li C., Liang Y., Zhao W., Sun C., Fu Y. A common wild rice-derived BOC1 allele reduces callus browning in indica rice transformation. Nat Commun. 2020;11(1):443. doi 10.1038/s41467-019-14265-0

48. Zhang Z., Zhao H., Li W., Wu J., Zhou Z., Zhou F., Chen H., Lin Y. Genome-wide association study of callus induction variation to explore the callus formation mechanism of rice. J Integr Plant Biol. 2019;61(11):1134-1150. doi 10.1111/jipb.12759