Оценка роли однонуклеотидного полиморфизма в гене лимфотоксина бета при доместикации свиньи на основе биоинформационного и экспериментального подходов

В работах, выполненных на диких и лабораторных животных, показано существование компромисса между репродуктивным успехом и иммунитетом. Поэтому в процессе доместикации могли отбираться особи с повышенными репродуктивными способностями, но со сниженным иммунитетом. Пониженная реактивность иммунной системы могла в дальнейшем стать наследуемой путем фиксации в популяции генов с «неблагоприятными » мутациями. Цель исследования – изучить: 1) частоты генотипов и аллелей однонуклеотидного полиморфизма (SNP – Single Nucleotide Polymorphism) SNP rs340283541 в гене цитокина лимфотоксина бета (LTB) у домашних свиней и диких кабанов; 2) экспрессию мРНК этого гена у миниатюрных свиней с разными генотипами; 3) провести биоинформатичеcкий анализ потенциальной функциональной роли этого SNP. Частота генотипа GG в выборке кабанов была достоверно ниже частоты данного генотипа в объединенной выборке из разных пород и популяций домашних свиней. Уровень экспрессии мРНК гена LTB в лимфатическом узле у миниатюрных свиней с генотипом GG имел тенденцию к повышению (р < 0,06), по сравнению с носителями аллеля А. SNP rs340283541 входит в состав мотива ДНК с высокой степенью консервативности у 12 видов млекопитающих, что косвенно свидетельствует о его важной функциональной роли. С помощью контекстного анализа выявлено, что аллель А содержит потенциальные сайты связывания транскрипционных факторов BRN-2 и AP-1, а аллель G – факторов RFX1, ISGF3 (сайт ISRE) и USF, которые экспрессируются в клетках иммунной системы. Таким образом, в процессе доместикации свиней произошло повышение частоты генотипа GG SNP rs340283541 в 3’-области гена LTB. Генотип GG, вероятно, ассоциирован с повышенным уровнем экспрессии мРНК гена LTB в ткани лимфатического узла. Повышение уровня экспрессии у свиней с генотипом GG может быть связано с образованием сайтов связывания транскрипционных факторов RFX1, ISRE, USF и/или разрушением сайтов связывания BRN-2 и AP-1. Также не исключ ено, что полиморфизм rs340283541 находится в неравновесии по сцеплению с другой функционально значимой мутацией.

1. Айтназаров Р.Б., Юдин Н.С., Никитин С.В., Ермолаев В.И., Воевода М.И. Идентификация полноразмерных геномов эндогенных ретровирусов у сибирских мини-свиней. Вавиловский журнал генетики и селекции. 2014;18(2):294-297.

2. Беляев Д.К. Дестабилизирующий отбор как фактор изменчивости при доместикации. Природа. 1979;2:36-45.

3. Беляев Д.К. Дестабилизирующий отбор как фактор доместикации. Генетика и благосостояние человечества. М., 1981:53-66.

4. Игнатьева Е.В., Подколодная О.А., Орлов Ю.Л., Васильев Г.В., Колчанов Н.А. Регуляторная геномика – экспериментально-компьютерные подходы. Генетика. 2015;51(4):409-429.

5. Меркулова Т.И., Ананько Е.А., Игнатьева Е.В., Колчанов Н.А. Регуляторные коды транскрипции геномов эукариот. Генетика. 2013;49(1):37-54.

6. Недоспасов С.А., Купраш Д.В. Фактор некроза опухолей и лимфотоксин: физиологические функции и значение для цитокиновой и антицитокиновой терапии. Русский мультидисциплинарный журнал. 2008;12(1):69-76.

7. Трапезов О.В. Дарвинизм и уроки практической селекции в России. Вавиловский журнал генетики и селекции. 2009;13(2):249-297.

8. Ananko E.A., Kondrakhin Y.V., Merkulova T.I., Kolchanov N.A. Recognition of interferon-inducible sites, promoters, and enhancers. BMC Bioinformatics. 2007;8:56.

9. Ardia D.R., Parmentier H.K., Vogel L.A. The role of constraints and limitation in driving individual variation in immune response. Functional Ecology. 2011;25(1):61-73. DOI 10.1111/j.1365-2435.2010. 01759.x

10. Balenger S.L., Zuk M. Testing the Hamilton-Zuk hypothesis: past, present, and future. Integr Comp. Biol. 2014;54(4):601-613. DOI 10.1093/icb/icu059

11. Corre S., Galibert M.D. USF as a key regulatory element of gene expression. Med. Sci. (Paris). 2006;22(1):62-67.

12. Crooks G.E., Hon G., Chandonia J.M., Brenner S.E. WebLogo: a sequence logo generator. Genome Res. 2004;14(6):1188-1190.

13. Crowe P.D., VanArsdale T.L., Walter B.N., Ware C.F., Hession C., Ehrenfels B., Browning J.L., Din W.S., Goodwin R.G., Smith C.A. A lymphotoxin-beta-specific receptor. Science. 1994;264(5159):707-710.

14. Cui C.Y., Hashimoto T., Grivennikov S.I., Piao Y., Nedospasov S.A., Schlessinger D. Ectodysplasin regulates the lymphotoxin-beta pathway for hair differentiation. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2006; 103(24):9142-9147.

15. Djebali S., Davis C.A., Merkel A., Dobin A., Lassmann T., Mortazavi A., Tanzer A., Lagarde J., Lin W., Schlesinger F., Xue C., Marinov G.K., Khatun J., Williams B.A., Zaleski C., Rozowsky J., Röder M., Kokocinski F., Abdelhamid R.F., Alioto T., Antoshechkin I., Baer M. T., Bar N.S., Batut P., Bell K., Bell I., Chakrabortty S., Chen X., Chrast J., Curado J., Derrien T., Drenkow J., Dumais E., Dumais J., Duttagupta R., Falconnet E., Fastuca M., Fejes-Toth K., Ferreira P., Foissac S., Fullwood M.J., Gao H., Gonzalez D., Gordon A., Gunawardena H., Howald C., Jha S., Johnson R., Kapranov P., King B., Kingswood C., Luo O.J., Park E., Persaud K., Preall J.B., Ribeca P., Risk B., Robyr D., Sammeth M., Schaffer L., See L.H., Shahab A., Skancke J., Suzuki A.M., Takahashi H., Tilgner H., Trout D., Walters N., Wang H., Wrobel J., Yu Y., Ruan X., Hayashizaki Y., Harrow J., Gerstein M., Hubbard T., Reymond A., Antonarakis S.E., Hannon G., Giddings M.C., Ruan Y., Wold B., Carninci P., Guigó R., Gingeras T.R. Landscape of transcription in human cells. Nature. 2012;489(7414):101-108. DOI 10.1038/nature11233

16. Ellmann L., Joshi M.B., Resink T.J., Bosserhoff A.K., Kuphal S. BRN2 is a transcriptional repressor of CDH13 (T-cadherin) in melanoma cells. Lab Invest. 2012;92(12):1788-1800. DOI 10.1038/labinvest.2012.140

17. Fontes J.D., Jabrane-Ferrat N., Peterlin B.M. Assembly of functional regulatory complexes on MHC class II promoters in vivo. J. Mol. Biol. 1997;270(3):336-345.

18. Goodall J., Martinozzi S., Dexter T.J., Champeval D., Carreira S., Larue L., Goding C.R. Brn-2 expression controls melanoma proliferation and is directly regulated by beta-catenin. Mol. Cell Biol. 2004;24(7):2915-2922.

19. Heringstad B., Chang Y.M., Gianola D., Klemetsdal G. Genetic association between susceptibility to clinical mastitis and protein yield in norwegian dairy cattle. J. Dairy Sci. 2005;88(4):1509-1514.

20. Heringstad B., Klemetsdal G., Steine T. Selection responses for disease resistance in two selection experiments with Norwegian red cows. J. Dairy Sci. 2007;90(5):2419-2426.

21. Hess J., Angel P., Schorpp-Kistner M. AP-1 subunits: quarrel and harmony among siblings. J. Cell Sci. 2004;117(25):5965-5973.

22. Kel-Margoulis O.V., Romashchenko A.G., Kolchanov N.A., Wingender E., Kel A.E. COMPEL: a database on composite regulatory elements providing combinatorial transcriptional regulation. Nucl. Acids Res. 2000;28(1):311-315.

23. Kessler D.S., Veals S.A., Fu X.Y., Levy D.E. Interferon-alpha regulates nuclear translocation and DNA-binding affinity of ISGF3, a multimeric transcriptional activator. Genes Dev. 1990;4(10):1753-1765.

24. Kim J.Y., Moon S.M., Ryu H.J., Kim J.J., Kim H.T., Park C., Kim K., Oh B., Lee J.K. Identification of regulatory polymorphisms in the TNF-TNF receptor superfamily. Immunogenetics. 2005;57(5): 297-303.

25. Kolchanov N.A., Ignatieva E.V., Ananko E.A., Podkolodnaya O.A., Stepanenko I.L., Merkulova T.I., Pozdnyakov M.A., Podkolodny N. L., Naumochkin A.N., Romashchenko A.G. Transcription regulatory regions database (TRRD): its status in 2002. Nucl. Acids Res. 2002;30(1):312-317.

26. Levitsky V.G., Ignatieva E.V., Ananko E.A., Turnaev I.I., Merkulova T. I., Kolchanov N.A., Hodgman T.C. Effective transcription factor binding site prediction using a combination of optimization, a genetic algorithm and discriminant analysis to capture distant interactions. BMC Bioinformatics. 2007;8:481.

27. Loos R.J., Yeo G.S. The bigger picture of FTO: the first GWAS-identified obesity gene. Nat. Rev. Endocrinol. 2014;10(1):51-61. DOI 10.1038/nrendo.2013.227

28. Mittelstadt M.L., Patel R.C. AP-1 mediated transcriptional repression of matrix metalloproteinase-9 by recruitment of histone deacetylase 1 in response to interferon β. PLoS One. 2012;7(8):e42152. DOI 10.1371/journal.pone.0042152

29. Nakamura T., Tashiro K., Nazarea M., Nakano T., Sasayama S., Honjo T. The murine lymphotoxin-beta receptor cDNA: isolation by the signal sequence trap and chromosomal mapping. Genomics. 1995; 30(2):312-319.

30. Onder L., Danuser R., Scandella E., Firner S., Chai Q., Hehlgans T., Stein J.V., Ludewig B. Endothelial cell-specific lymphotoxin-β receptor signaling is critical for lymph node and high endothelial venule formation. J. Exp. Med. 2013;210(3):465-473. DOI 10.1084/ jem.20121462

31. Seddon J.M., Berggren K.T., Fleeman L.M. Evolutionary history of DLA class II haplotypes in canine diabetes mellitus through single nucleotide polymorphism genotyping. Tissue Antigens. 2010;75(3):218-226. DOI 10.1111/j.1399-0039.2009.01426.x

32. Sheldon B.C., Verhulst S. Ecological immunology: costly parasite defences and trade-offs in evolutionary ecology. Trends Ecol. Evol. 1996;11(8):317-321.

33. Tierney R., Kirby H., Nagra J., Rickinson A., Bell A. The Epstein-Barr virus promoter initiating B-cell transformation is activated by RFX proteins and the B-cell-specific activator protein BSAP/Pax5. J. Virol. 2000;74(22):10458-10467.

34. van der Most P.J., de Jong B., Parmentier H.K., Verhulst S. Trade-off between growth and immune function: a meta-analysis of selection experiments. Funct. Ecol. 2011;25(1):74-80. DOI 10.1111/j.1365-2435.2010.01800.x

35. Zhao F.Q. Octamer-binding transcription factors: genomics and functions. Front Biosci. 2013;18:1051-1071.

36. Zhang G., Li C., Li Q., Li B., Larkin D.M., Lee C., Storz J.F., Antunes A., Greenwold M.J., Meredith R.W., Ödeen A., Cui J., Zhou Q., Xu L., Pan H., Wang Z., Jin L., Zhang P., Hu H., Yang W., Hu J., Xiao J., Yang Z., Liu Y., Xie Q., Yu H., Lian J., Wen P., Zhang F ., Li H., Zeng Y ., Xiong Z., Liu S., Zhou L., Huang Z., An N., Wang J., Zheng Q., Xiong Y., Wang G., Wang B., Wang J., Fan Y., da Fonseca R.R., Alfaro-Núñez A., Schubert M., Orlando L., Mourier T., Howard J.T., Ganapathy G., Pfenning A., Whitney O., Rivas M.V., Hara E., Smith J., Farré M., Narayan J., Slavov G., Romanov M. N., Borges R., Machado J.P., Khan I., Springer M.S., Gatesy J., Hoffmann F.G., Opazo J.C., Håstad O., Sawyer R.H., Kim H., Kim K. W., Kim H.J., Cho S., Li N., Huang Y., Bruford M. W., Zhan X., Dixon A., Bertelsen M.F., Derryberry E., Warren W., Wilson R.K., Li S., Ray D.A., Green R.E., O’Brien S.J., Griffin D., Johnson W.E., Haussler D., Ryder O.A., Willerslev E., Graves G.R., Alström P., Fjeldså J., Mindell D.P., Edwards S.V., Braun E.L., Rahbek C., Burt D.W., Houde P., Zhang Y., Yang H., Wang J., Avian Genome Consortium; Jarvis E.D., Gilbert M.T., Wang J. Comparative genomics reveals insights into avian genome evolution and adaptation. Science. 2014;346(6215):1311-1320. DOI 10.1126/science.1251385