Наивные ИПСК человека, полученные при культивировании линии клеток ICGi022-A с праймированной плюрипотентностью в среде HENSM, способны к эффективной дифференцировке в эндотелиальные производные

Наивные плюрипотентные стволовые клетки (ПСК) человека – новый многообещающий инструмент биомедицинских исследований, открывающий доступ к ранним программам эмбрионального развития и прорывным решениям задач регенеративной медицины. Препятствием на пути к эффективному внедрению наивных ПСК в биомедицину является отсутствие возможности получать длительно культивируемые генетически и эпигенетически стабильные линии наивных ПСК. Ранее было заявлено, что культуральная среда HENSM позволяет индуцировать и длительно поддерживать линии наивных плюрипотентных стволовых клеток человека. В рамках данной работы мы проверили возможность получать стабильные линии наивных ПСК с использованием среды HENSM. С помощью среды HENSM мы успешно перевели линию ICGi022-A (K7-4Lf) праймированных индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) здорового донора в наивное состояние. Наивные ИПСК растут в форме сфероподобных колоний как на питающем слое клеток, так и без него. Полученные клетки сохранили экспрессию ключевых факторов плюрипотентности и одновременно активировали транскрипционную программу наивных ПСК, включающую экспрессию эндогенных ретровирусных элементов, генов-маркеров раннего эпибласта и генов, ассоциированных с тотипотентностью. Наивная линия ИПСК была способна дифференцироваться в производные трех первичных зародышевых листков, а также давать производные трофобласта. При культивировании наивных ИПСК в низкоадгезивных условиях наблюдалось спонтанное формирование трехмерных структур – бластоидов, морфологически напоминающих ранние бластоцисты человека. Х-хромосома, имевшая нарушения в неактивном статусе в исходной линии клеток, реактивировалась в наивных клетках и восстанавливала нормальное неактивное состояние при повторном переводе наивных клеток в праймированное состояние. Важно отметить, что наивные ИПСК продемонстрировали низкую способность к прямой направленной дифференцировке в эндотелиоциты, однако их компетентность давать зрелые эндотелиальные производные восстанавливалась после их возврата к праймированному состоянию, достигая эффективности, сопоставимой с таковой у исходных праймированных ИПСК. Таким образом, полученная линия наивных ИПСК обладает значительным потенциалом для исследования ранних стадий эмбриогенеза и других биомедицинских приложений, включая моделирование заболеваний. Тем не менее при длительном культивировании с использованием среды HENSM наивная линия ICGi022-A оказалась кариотипически нестабильной. Поскольку риск кариотипических аберраций при поддержании наивных ПСК сохраняется, в дальнейшем для получения надежных, кариотипически стабильных линий наивных плюрипотентных клеток необходимо совершенствование условий культивирования.

1. Alfeghaly C., Castel G., Cazottes E., Moscatelli M., Moinard E., Casanova M., Boni J., … Boers J., Gribnau J., David L., Ouimette J.F., Rougeulle C. XIST dampens X chromosome activity in a SPEN-dependent manner during early human development. Nat Struct Mol Biol. 2024;31(10):1589-1600. doi 10.1038/s41594-024-01325-3

2. An C., Feng G., Zhang J., Cao S., Wang Y., Wang N., Lu F., Zhou Q., Wang H. Overcoming autocrine FGF signaling-induced heterogeneity in naïve human ESCs enables modeling of random X chromosome inactivation. Cell Stem Cell. 2020;27(3):482-497. doi 10.1016/j.stem.2020.06.002

3. Anguera M., Sadreyev R., Zhang Z., Szanto A., Payer B., Sheridan S., Kwok S., … Alvarez J., Gimelbrant A., Mitalipova M., Kirby J.E., Lee J.T. Molecular signatures of human induced pluripotent stem cells highlight sex differences and cancer genes. Cell Stem Cell. 2012;11(1):75-90. doi 10.1016/j.stem.2012.03.008

4. Bayerl J., Ayyash M., Shani T., Manor Y., Gafni O., Massarwa R., Kalma Y., … Hanna S., Ben-Yosef D., Novershtern N., Viukov S., Hanna J.H. Principles of signaling pathway modulation for enhancing human naïve pluripotency induction. Cell Stem Cell. 2021;28(9): 1549-1565.e12. doi 10.1016/j.stem.2021.04.001

5. Buckberry S., Liu X., Poppe D., Tan J.P., Sun G., Chen J., Nguyen T.V., … Breen J., Faulkner G.J., Nefzger C.M., Polo J.M., Lister R. Transient naïve reprogramming corrects hiPS cells functionally and epigenetically. Nature. 2023;620(7975):863-872. doi 10.1038/s41586-023-06424-7

6. Chan Y.S., Göke J., Ng J.H., Lu X., Gonzales K.A., Tan C.P., Tng W.Q., Hong Z.Z., Lim Y.S., Ng H.H. Induction of a human pluripotent state with distinct regulatory circuitry that resembles preimplantation epiblast. Cell Stem Cell. 2013;13(6):663-675. doi 10.1016/j.stem.2013.11.015

7. Collier A., Rugg-Gunn P. Identifying human naïve pluripotent stem cells − evaluating state-specific reporter lines and cell-surface markers. BioEssays. 2018;40(5):1700239. doi 10.1002/bies.201700239

8. D’Antonio-Chronowska A., Donovan M.K.R., Young Greenwald W.W., Nguyen J.P., Fujita K., Hashem S., Matsui H., … Coulet F., Smith E.N., Adler E., D’Antonio M., Frazer K.A. Association of human iPSC gene signatures and X chromosome dosage with two distinct cardiac differentiation trajectories. Stem Cell Rep. 2019; 13(5):924-938. doi 10.1016/j.stemcr.2019.09.011

9. Dekel C., Morey R., Hanna J., Laurent L., Ben-Yosef D., Amir H. Stabilization of hESCs in two distinct substates along the continuum of pluripotency. iScience. 2022;25(12):105469. doi 10.1016/j.isci.2022.105469

10. Di Giovannantonio L., Acampora D., Omodei D., Nigro V., Barba P., Barbieri E., Chambers I., Simeone A. Direct repression of Nanog and Oct4 by OTX2 modulates the contribution of epiblast-derived cells to germline and somatic lineage. Development. 2021;148(10): dev199166. doi 10.1242/dev.199166

11. Disteche C.M. Dosage compensation of the sex chromosomes and autosomes. Semin Cell Dev Biol. 2016;56:9-18. doi 10.1016/j.semcdb.2016.04.013

12. Duggal G., Warrier S., Ghimire S., Broekaert D., Van der Jeught M., Lierman S., Deroo T., … Heijmans B.T., Deforce D., De Sutter P., De Sousa Lopes S.C., Heindryckx B. Alternative routes to induce naïve pluripotency in human embryonic stem cells. Stem Cells. 2015;33(9):2686-2698. doi 10.1002/stem.2071

13. Ee L.S., Medina-Cano D., Uyehara C.M., Schwarz C., Goetzler E., Salataj E., Polyzos A., Madhuranath S., Evans T., Hadjantonakis A.K., Apostolou E., Vierbuchen T., Stadtfeld M. Transcriptional remodeling by OTX2 directs specification and patterning of mammalian definitive endoderm. bioRxiv. 2024. doi 10.1101/2024.05.30.596630

14. Fischer L.A., Meyer B., Reyes M., Zemke J.E., Harrison J.K., Park K.M., Wang T., Jüppner H., Dietmann S., Theunissen T.W. Tracking and mitigating imprint erasure during induction of naïve human pluripotency at single-cell resolution. Stem Cell Rep. 2025;20(3):102419. doi 10.1016/j.stemcr.2025.102419

15. Gafni O., Weinberger L., Mansour A.A., Manor Y.S., Chomsky E., Ben-Yosef D., Kalma Y., … Amann-Zalcenstein D., Benjamin S., Amit I., Tanay A., Massarwa R., Novershtern N., Hanna J.H. Derivation of novel human ground state naïve pluripotent stem cells. Nature. 2013; 504(7479):282-286. doi 10.1038/nature12745

16. Grigor’eva E.V., Kopytova A.E., Yarkova E.S., Pavlova S.V., Sorogina D.A., Malakhova A.A., Malankhanova T.B., Baydakova G.V., Zakharova E.Y., Medvedev S.P., Pchelina S.N., Zakian S.M. Biochemical characteristics of iPSC-derived dopaminergic neurons from N370S GBA variant carriers with and without Parkinson’s disease. Int J Mol Sci. 2023;24(5):4437. doi 10.3390/ijms24054437

17. Grigor’eva E.V., Karapetyan L.V., Malakhova A.A., Medvedev S.P., Minina J.M., Hayrapetyan V.H., Vardanyan V.S., Zakian S.M., Arakelyan A., Zakharyan R. Generation of iPSCs from a patient with the M694V mutation in the MEFV gene associated with Familial Mediterranean fever and their differentiation into macrophages. Int J Mol Sci. 2024;25(11):6102. doi 10.3390/ijms25116102

18. Gu M. Efficient differentiation of human pluripotent stem cells to endothelial cells. Curr Protoc Hum Genet. 2018;98(1):e64. doi 10.1002/cphg.64

19. Guo G., von Meyenn F., Rostovskaya M., Clarke J., Dietmann S., Baker D., Sahakyan A., Myers S., Bertone P., Reik W., Plath K., Smith A. Epigenetic resetting of human pluripotency. Development. 2017;144(15):2748-2763. doi 10.1242/dev.146811

20. Guo G., Stirparo G.G., Strawbridge S.E., Spindlow D., Yang J., Clarke J., Dattani A., Yanagida A., Li M.A., Myers S., Özel B.N., Nichols J., Smith A. Human naïve epiblast cells possess unrestricted lineage potential. Cell Stem Cell. 2021;28(6):1040-1056. doi 10.1016/j.stem.2021.02.025

21. Hossain I., Priam P., Reynoso S.C., Sahni S., Zhang X.X., Côté L., Doumat J., Chik C., Fu T., Lessard J.A., Pastor W.A. ZIC2 and ZIC3 promote SWI/SNF recruitment to safeguard progression towards human primed pluripotency. Nat Commun. 2024;15(1):8539. doi 10.1038/s41467-024-52431-1

22. Hu Z., Li H., Jiang H., Ren Y., Yu X., Qiu J., Stablewski A., Zhang B., Buck M., Feng J. Transient inhibition of mTOR in human pluripotent stem cells enables robust formation of mouse-human chimeric embryos. Sci Adv. 2020;6(20):eaaz0298. doi 10.1126/sciadv.aaz0298

23. Irie N., Surani M.A. Efficient induction and isolation of human primordial germ cell-like cells from competent human pluripotent stem cells. In: Buszczak M. (Ed.) Germline Stem Cells. Methods in Molecular Biology. Vol. 1463. Humana Press, New York, 2016;217-226. doi 10.1007/978-1-4939-4017-2_16

24. James D., Nam H.S., Seandel M., Nolan D., Janovitz T., Tomishima M., Studer L., Lee G., Lyden D., Benezra R., Zaninovic N., Rosenwaks Z., Rabbany S.Y., Rafii S. Expansion and maintenance of human embryonic stem cell-derived endothelial cells by TGFβ inhi-bition is Id1 dependent. Nat Biotechnol. 2010;28(2):161-166. doi 10.1038/nbt.1605

25. Khan S.A., Park K.M., Fischer L.A., Dong C., Lungjangwa T., Jimenez M., Casalena D., Chew B., Dietmann S., Auld D.S., Jaenisch R., Theunissen T.W. Probing the signaling requirements for naïve human pluripotency by high-throughput chemical screening. Cell Rep. 2021;35(11):109233. doi 10.1016/j.celrep.2021.109233

26. Kisa F., Shiozawa S., Oda K., Yoshimatsu S., Nakamura M., Koya I., Kawai K., Suzuki S., Okano H. Naïve-like ESRRB+ iPSCs with the capacity for rapid neural differentiation. Stem Cell Rep. 2017;9(6): 1825-1838. doi 10.1016/j.stemcr.2017.10.008

27. Klepikova A., Nenasheva T., Sheveleva O., Protasova E., Antonov D., Gainullina A., Chikina E., Sakovnich O., Gerasimova T., Nikitina I., Shevalie D., Lyadova I. iPSC-derived macrophages: the differentiation protocol affects cell immune characteristics and differentiation trajectories. Int J Mol Sci. 2022;23(24):16087. doi 10.3390/ijms232416087

28. Kopytova A.E., Rychkov G.N., Cheblokov A.A., Grigor’eva E.V., Nikolaev M.A., Yarkova E.S., Sorogina D.A., … Bezrukikh V.A., Salogub G.N., Zakharova E.Y., Pchelina S.N., Emelyanov A.K. Potential binding sites of pharmacological chaperone NCGC00241607 on mutant β-glucocerebrosidase and its efficacy on patient-derived cell cultures in Gaucher and Parkinson’s disease. Int J Mol Sci. 2023;24(10):9105. doi 10.3390/ijms24109105

29. Lee J.H., Laronde S., Collins T.J., Shapovalova Z., Tanasijevic B., McNicol J.D., Fiebig-Comyn A., Benoit Y.D., Lee J.B., Mitchell R.R., Bhatia M. Lineage-specific differentiation is influenced by state of human pluripotency. Cell Rep. 2017;19(1):20-35. doi 10.1016/j.celrep.2017.03.036

30. Liu X., Nefzger C.M., Rossello F.J., Chen J., Knaupp A.S., Firas J., Ford E., … Nilsson S.K., Schittenhelm R.B., Laslett A.L., Lister R., Polo J.M. Comprehensive characterization of distinct states of human naïve pluripotency generated by reprogramming. Nat Methods. 2017;14(11):1055-1062. doi 10.1038/nmeth.4436

31. Malakhova A.A., Grigor’eva E.V., Pavlova S.V., Malankhanova T.B., Valetdinova K.R., Vyatkin Y.V., Khabarova E.A., Rzaev J.A., Zakian S.M., Medvedev S.P. Generation of induced pluripotent stem cell lines ICGi021-A and ICGi022-A from peripheral blood mononuclear cells of two healthy individuals from Siberian population. Stem Cell Res. 2020;48:101952. doi 10.1016/j.scr.2020.101952

32. Mathieu J., Detraux D., Kuppers D., Wang Y., Cavanaugh C., Sidhu S., Levy S., … Hawkins R.D., Moon R.T., Ware C.B., Paddison P.J., Ruohola-Baker H. Folliculin regulates mTORC1/2 and WNT pathways in early human pluripotency. Nat Commun. 2019;10(1):632. doi 10.1038/s41467-018-08020-0

33. Mazid M.A., Ward C., Luo Z., Liu C., Li Y., Lai Y., Wu L., … Maxwell P.H., Xu X., Liu L., Li W., Esteban M.A. Rolling back human pluripotent stem cells to an eight-cell embryo-like stage. Nature. 2022;605(7909):315-324. doi 10.1038/s41586-022-04625-0

34. Mekhoubad S., Bock C., De Boer A., Kiskinis E., Meissner A., Eggan K. Erosion of dosage compensation impacts human iPSC disease modeling. Cell Stem Cell. 2012;10(5):595-609. doi 10.1016/j.stem.2012.02.014

35. Motosugi N., Sugiyama A., Okada C., Otomo A., Umezawa A., Akutsu H., Hadano S., Fukuda A. De-erosion of X chromosome dosage compensation by the editing of XIST regulatory regions restores the differentiation potential in hPSCs. Cell Rep Methods. 2022;2(12):100352. doi 10.1016/j.crmeth.2022.100352

36. Nadtochy J.A., Medvedev S.P., Grigor’eva E.V., Pavlova S.V., Minina J.M., Chechushkov A.V., Malakhova A.A., Kovalenko L.V., Zakian S.M. Transgenic iPSC lines with genetically encoded MitoTimer to study mitochondrial biogenesis in dopaminergic neurons with tauopathy. Biomedicines. 2025;13(3):550. doi 10.3390/biomedicines13030550

37. Okae H., Toh H., Sato T., Hiura H., Takahashi S., Shirane K., Kabayama Y., Suyama M., Sasaki H., Arima T. Derivation of human trophoblast stem cells. Cell Stem Cell. 2018;22(1):50-63. doi 10.1016/j.stem.2017.11.004

38. Ozaki H., Suga H., Sakakibara M., Soen M., Miyake N., Miwata T., Taga S., … Iguchi G., Takahashi Y., Muguruma K., Inoue H., Arima H. Differentiation of human induced pluripotent stem cells into hypothalamic vasopressin neurons with minimal exogenous signals and partial conversion to the naïve state. Sci Rep. 2022;12(1): 17381. doi 10.1038/s41598-022-22405-8

39. Patel S., Bonora G., Sahakyan A., Kim R., Chronis C., Langerman J., Fitz-Gibbon S., … Ardehali R., Pellegrini M., Lowry W.E., Clark A.T., Plath K. Human embryonic stem cells do not change their X inactivation status during differentiation. Cell Rep. 2017;18(1):54-67. doi 10.1016/j.celrep.2016.11.054

40. Pavlova S.V., Shulgina A.E., Minina J.M., Zakian S.M., Dementyeva E.V. Generation of isogenic iPSC lines for studying the effect of the p.N515del (c.1543_1545delAAC) variant on MYBPC3 function and hypertrophic cardiomyopathy pathogenesis. Int J Mol Sci. 2024a;25(23):12900. doi 10.3390/ijms252312900

41. Pavlova S.V., Shulgina A.E., Zakian S.M., Dementyeva E.V. Studying pathogenetic contribution of a variant of unknown significance, p.M659I (c.1977G >A) in MYH7, to the development of hypertrophic cardiomyopathy using CRISPR/Cas9-engineered isogenic induced pluripotent stem cells. Int J Mol Sci. 2024b;25(16):8695. doi 10.3390/ijms25168695

42. Pham T.X.A., Panda A., Kagawa H., To S.K., Ertekin C., Georgolopoulos G., van Knippenberg S.S.F.A., … Lluis F., David L., Rivron N., Balaton B.P., Pasque V. Modeling human extraembryonic mesoderm cells using naïve pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 2022;29(9):1346-1365.e10. doi 10.1016/j.stem.2022.08.001

43. Raposo A.C., Caldas P., Jeremias J., Arez M., Cazaux Mateus F., Barbosa P., Sousa-Luís R., … Mupo A., Eckersley-Maslin M., Casanova M., Grosso A.R., da Rocha S.T. Gene reactivation upon erosion of X chromosome inactivation in female hiPSCs is predictable yet variable and persists through differentiation. Stem Cell Rep. 2025;20(5):102472. doi 10.1016/j.stemcr.2025.102472

44. Rezvova M.A., Ovcharenko E.A., Klyshnikov K.Y., Glushkova T.V., Kostyunin A.E., Shishkova D.K., Matveeva V.G., Velikanova E.A., Shabaev A.R., Kudryavtseva Y.A. Electrospun bioresorbable polymer membranes for coronary artery stents. Front Bioeng Biotechnol. 2024;12:1440181. doi 10.3389/fbioe.2024.1440181

45. Rostovskaya M. Capacitation of human naïve pluripotent stem cells. In: Rugg-Gunn P. (Ed.) Human Naïve Pluripotent Stem Cells. Methods in Molecular Biology. Vol. 2416. Humana, New York, 2022;117-131. doi 10.1007/978-1-0716-1908-7_9

46. Rostovskaya M., Stirparo G., Smith A. Capacitation of human naïve pluripotent stem cells for multi-lineage differentiation. Development. 2019;146(7):dev172916. doi 10.1242/dev.172916

47. Sahakyan A., Kim R., Chronis C., Sabri S., Bonora G., Theunissen T., Kuoy E., Langerman J., Clark A., Jaenisch R., Plath K. Human naïve pluripotent stem cells model X chromosome dampening and X inactivation. Cell Stem Cell. 2017;20(1):87-101. doi 10.1016/j.stem.2016.10.006

48. Shevchenko A.I., Arssan A.M., Zakian S.M., Zakharova I.S. Chemokine CCL2 activates hypoxia response factors regulating pluripotency and directed endothelial differentiation of human pluripotent stem cells. Russ J Dev Biol. 2023;54(2):134-146. doi 10.1134/s1062360423020054

49. Shevchenko A.I., Arssan A.M., Zakharova I.S. Towards the generation of safe naïve human pluripotent cell lines. Tomsk State Univ J Biol. 2025;69:184-193. doi 10.17223/19988591/69/21 (in Russian)

50. Sheveleva O., Protasova E., Nenasheva T., Butorina N., Melnikova V., Gerasimova T., Sakovnich O., Kurinov A., Grigor’eva E., Medvedev S., Lyadova I. A model of iPSC-derived macrophages with TNFAIP3 overexpression reveals the peculiarities of TNFAIP3 protein expression and function in human macrophages. Int J Mol Sci 2023;24(16):12868. doi 10.3390/ijms241612868

51. Sheveleva O., Protasova E., Grigor’eva E., Butorina N., Kuziaeva V., Antonov D., Melnikova V., Medvedev S., Lyadova I. The generation of genetically engineered human induced pluripotent stem cells overexpressing IFN-β for future experimental and clinically oriented studies. Int J Mol Sci. 2024;25(22):12456. doi 10.3390/ijms252212456

52. Stadtfeld M., Hochedlinger K. Induced pluripotency: history, mechanisms, and applications. Genes Dev. 2010;24(20):2239-2263. doi 10.1101/gad.1963910

53. Szczerbinska I., Gonzales K.A.U., Cukuroglu E., Ramli M.N.B., Lee B.P.G., Tan C.P., Wong C.K., Rancati G.I., Liang H., Göke J., Ng H.H., Chan Y.S. A chemically defined feeder-free system for the establishment and maintenance of the human naïve pluripotent state. Stem Cell Rep. 2019;13(4):612-626. doi 10.1016/j.stemcr.2019.08.005

54. Takashima Y., Guo G., Loos R., Nichols J., Ficz G., Krueger F., Oxley D., Santos F., Clarke J., Mansfield W., Reik W., Bertone P., Smith A. Resetting transcription factor control circuitry toward ground-state pluripotency in human. Cell. 2014;158(6):1254-1269. doi 10.1016/j.cell.2014.08.029

55. Theunissen T.W., Powell B.E., Wang H., Mitalipova M., Faddah D.A., Reddy J., Fan Z.P., … Gao Q., Dawlaty M.M., Young R.A., Gray N.S., Jaenisch R. Systematic identification of culture conditions for induction and maintenance of naïve human pluripotency. Cell Stem Cell. 2014;15(4):471-487. doi 10.1016/j.stem.2014.07.002

56. Theunissen T.W., Friedli M., He Y., Planet E., O’Neil R.C., Markoulaki S., Pontis J., … Drotar J., Lungjangwa T., Trono D., Ecker J.R., Jaenisch R. Molecular criteria for defining the naïve human pluripotent state. Cell Stem Cell. 2016;19(4):502-515. doi 10.1016/j.stem.2016.06.011

57. Ustyantseva E., Pavlova S.V., Malakhova A.A., Ustyantsev K., Zakian S.M., Medvedev S.P. Oxidative stress monitoring in iPSC-derived motor neurons using genetically encoded biosensors of H2O2. Sci Rep. 2022;12(1):8928. doi 10.1038/s41598-022-12807-z

58. Valamehr B., Robinson M., Abujarour R., Rezner B., Vranceanu F., Le T., Medcalf A., Lee T., Fitch M., Robbins D., Flynn P. Platform for induction and maintenance of transgene-free hiPSCs resembling ground state pluripotent stem cells. Stem Cell Rep. 2014;2(3):366-381. doi 10.1016/j.stemcr.2014.01.014

59. Vallot C., Ouimette J.F., Makhlouf M., Féraud O., Pontis J., Côme J., Martinat C., Bennaceur-Griscelli A., Lalande M., Rougeulle C. Erosion of X chromosome inactivation in human pluripotent cells initiates with XACT coating and depends on a specific heterochromatin landscape. Cell Stem Cell. 2015;16(5):533-546. doi 10.1016/j.stem.2015.03.016

60. Vallot C., Patrat C., Collier A.J., Huret C., Casanova M., Liyakat Ali T.M., Tosolini M., Frydman N., Heard E., Rugg-Gunn P.J., Rougeulle C. XACT noncoding RNA competes with XIST in the control of X chromosome activity during human early development. Cell Stem Cell. 2017;20(1):102-111. doi 10.1016/j.stem.2016.10.014

61. Vaskova E.A., Medvedev S.P., Sorokina A.E., Nemudryy A.A., Elisaphenko E.A., Zakharova I.S., Shevchenko A.I., Kizilova E.A., Zhelezova A.I., Evshin I.S., Sharipov R.N. Transcriptome characteristics and X-chromosome inactivation status in cultured rat pluripotent stem cells. Stem Cells Dev. 2015;24(24):2912-2924. doi 10.1089/scd.2015.0204

62. Ware C.B., Nelson A.M., Mecham B., Hesson J., Zhou W., Jonlin E.C., Jimenez-Caliani A.J., … Blau C.A., Treuting P.M., Hawkins R.D., Cirulli V., Ruohola-Baker H. Derivation of naïve human embryonic stem cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2014;111(12):4484-4489. doi 10.1073/pnas.1319738111

63. Warr N., Powles-Glover N., Chappell A., Robson J., Norris D., Arkell R. Zic2-associated holoprosencephaly is caused by a transient defect in the organizer region during gastrulation. Hum Mol Gen. 2008;17(19):2986-2996. doi 10.1093/hmg/ddn197

64. Welling M., Chen H.H., Muñoz J., Musheev M.U., Kester L., Junker J.P., Mischerikow N., Arbab M., Kuijk E., Silberstein L., Kharchenko P.V. DAZL regulates Tet1 translation in murine embryonic stem cells. EMBO Rep. 2015;16(7):791-802. doi 10.15252/embr.201540538

65. Yarkova E.S., Grigor’eva E.V., Medvedev S.P., Tarasevich D.A., Pavlova S.V., Valetdinova K.R., Minina J.M., Zakian S.M., Malakhova A.A. Detection of ER stress in iPSC-derived neurons carrying the p. N370S mutation in the GBA1 gene. Biomedicines. 2024; 12(4):744. doi 10.3390/biomedicines12040744

66. Yu L., Wei Y., Sun H.X., Mahdi A.K., Pinzon Arteaga C.A., Sakurai M., Schmitz D.A., … Okamura D., Mutto A.A., Gu Y., Ross P.J., Wu J. Derivation of intermediate pluripotent stem cells amenable to primordial germ cell specification. Cell Stem Cell. 2021;28(3):550-567. doi 10.1016/j.stem.2020.11.003

67. Zakharova I.S., Zhiven’ M.K., Saaya S.B., Shevchenko A.I., Smirnova A.M., Strunov A., Karpenko A.A., Pokushalov E.A., Ivanova L.N., Makarevich P.I., Parfyonova Y.V. Endothelial and smooth muscle cells derived from human cardiac explants demonstrate angiogenic potential and suitable for design of cell-containing vascular grafts. J Transl Med. 2017;15(1):54. doi 10.1186/s12967-017-1156-1

68. Zakharova I., Saaya S., Shevchenko A., Stupnikova A., Zhiven’ M., Laktionov P., Stepanova A., … Zavjalov E., Chernyavsky A., Romanov A., Karpenko A., Zakian S. Mitomycin-treated endothelial and smooth muscle cells suitable for safe tissue engineering approaches. Front Bioengin Biotechnol. 2022;10:772981. doi 10.3389/fbioe.2022.772981

69. Zakharova I.S., Shevchenko A.I., Arssan M.A., Sleptcov A.A., Nazarenko M.S., Zarubin A.A., Zheltysheva N.V., … Saaya S.B., Ezhov M.V., Kukharchuk V.V., Parfyonova Y.V., Zakian S.M. iPSCderived endothelial cells reveal LDLR dysfunction and dysregulated gene expression profiles in familial hypercholesterolemia. Int J Mol Sci. 2024;25(2):689. doi 10.3390/ijms25020689

70. Zimmerlin L., Park T.S., Huo J.S., Verma K., Pather S.R., Talbot C.C., Jr., Agarwal J., … Cope L., Canto-Soler M.V., Friedman A.D., Baylin S.B., Zambidis E.T. Tankyrase inhibition promotes a stable human naïve pluripotent state with improved functionality. Development. 2016;143(23):4368-4380. doi 10.1242/dev.138982