Влияние вазопрессина на экспрессию генов, кодирующих ключевые ферменты метаболизма гиалуронана интерстициальной ткани, и на концентрирующую функцию почки крыс WAG

Аргинин-вазопрессин (АВП) у млекопитающих является главным гормоном, регулирующим реабсорбцию воды в почке путем повышения осмотической проницаемости эпителия собирательных трубок. Основным звеном внутриклеточных реакций, индуцированных АВП, является транслокация везикул, содержащих водные каналы (аквапорины-2), в плазматическую мембрану главных клеток эпителия собирательных трубок. В интерстиции внутреннего мозгового вещества почки сосредоточено значительное количество отрицательно заряженного глюкозаминогликана, гиалуронана, который может влиять на диффузию воды между структурами концентрирующего механизма в зависимости от состояния его полимерности. Вопрос о роли гиалуронана в регуляции транспорта воды в почке млекопитающих остается дискуссионным. С использованием ОТ-ПЦР реального времени проверялась гипотеза о вовлечении генов, кодирующих ключевые ферменты метаболизма гиалуронана, в долговременный эффект вазопрессина на концентрирующую функцию почек. Экспрессия генов гиалуронан-синтазы 2 (Has2), гиалуронидазы-1 и гиалуронидазы-2 (Hyal1 и Hyal2), исследована в почке гидратированных крыс линии WAG (Wistar Albino Glaxo) и у крыс, которым в течение двух дней внутрибрюшинно вводился селективный агонист V2- рецепторов вазопрессина dDAVP (200 мкг/кг веса тела, дважды в день внутрибрюшинно). Содержание мРНК Has2 было наиболее высоким в мозговом веществе, сосочке почки гидратированных крыс. dDAVP индуцировал значительное снижение содержания мРНК Has2 в этой зоне, в корковом веществе изменения были менее выражены. В противоположность Has2, введение dDAVP сопровождалось значительным повышением содержания мРНК Hyal1 и Hyal2 в сосочке почки, при этом наблюдались выраженное повышение активности гиалуронидазы в почечной ткани и нарастание осмолярности отделяющейся мочи. Предполагается, что вазопрессин ингибирует синтез гиалуронана и одновременно стимулирует его деградацию в интерстициальной ткани сосочка почки, повышая проницаемость матрикса и облегчая ток воды между элементами противоточной концентрирующей системы путем регуляции экспрессии генов ключевых ферментов метаболизма гиалуронана.

1. Закс М.Г., Титова М.М. Гистологические и гистохимические изменения в почке крыс в условиях гидратации и антидиуреза. Арх. анат. гист. эмбриол. 1959;37:19-24.

2. Иванова Л.Н. К вопросу о роли гиалуронидазы в процессе мочеобразования. Бюл. эксперим. биол. и медицины. 1958;45:22-27.

3. Иванова Л.Н., Виноградов В.В. Гистохимические особенности мукополисахаридов интерстициальной ткани мозгового вещества почки. Арх. анат. гист. эмбриол. 1962;43:18-23.

4. Наточин Ю.В. Секреция гиалуронидазы почкой различных классов позвоночных животных. Бюл. эксперим. биол. и медицины. 1959;48:10-16.

5. Agre P. Molecular physiology of water transport: aquaporins. Biol. Cell. 1997;89:255-257.

6. Agre P. Nobel lecture. Aquaporin water channels. Biosci. Rep. 2004;24: 127-163.

7. Asteriou T., Vincent J.C., Tranchepain F., Deschrevel B. Inhibition of hyaluronan hydrolysis catalysed by hyaluronidase at high substrate concentration and low ionic strength. Matrix Biol. 2006;25:166-174.

8. Bartolo R.C., Donald J.A. The distribution of renal hyaluronan and the expression of hyaluronan synthases during water deprivation in the Spinifex hopping mouse. Notomys alexis. Comp. Biochem. Physiol. Part A. Mol. Integr. Physiol. 2007;148:853-860.

9. Bookout A.L., Cummins C.L., Mangelsdorf D.J., Pesola J.M., Kramer M.F. High-throughput real-time quantitative reverse transcription PCR. Curr. Protoc. Mol. Biol. 2006;Chapter 15:Unit 15.8.

10. Brooks H.L., Ageloff S., Kwon T.-H., Brandt W., Terris J.M., Seth A., Michea L., Nielsen S., Fenton R., Knepper M. cDNA array identification of genes regulated in rat renal medulla in response to vasopressin infusion. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 2003;284:F218-F228.

11. Bulger R.E. Composition of renal medullary tissue. Kidney Int. 1987; 31:556-561.

12. Comper W.D., Laurent T.C. Physiological function of connective tissue polysaccaharides. Physiol. Rev. 1978;58:265-315.

13. Csoka A.B., Frost G.I., Stern R. The six hyaluronidase-like genes in the human and mouse genomes. Matrix Biol. 2001;20:499-508.

14. Day T.D. The permeability of the interstitial connective tissue and the nature of the interfibrillary substance. J. Physiol. 1952;177:1-8.

15. Ecelbarger C.A., Chon C.L., Lolait S.J., Knepper M.A., DiGiovanni S.R. Evidence for dual signaling pathways for V2 vasopressin receptor in rat inner medullary collecting duct. Am. J. Physiol. 1996; 270:623-633.

16. Ericsson M., Stern R. Chain gangs: new aspects of hyaluronan metabolism. Biochem. Res. Int. 2012. DOI 10.1155/2012/893947

17. Ginetzinsky A.G. Role of hyaluronidase in the reabsorption of water in renal tubules (The mechanism of action of antidiuretic hormone). Nature. 1958;182:1218-1219.

18. Hansell P., Göranson V., Odlind C., Gerdin B., Hallgern R. Hyaluronan content in the kidney in different states of body hydration. Kidney Int. 2000;58:2061-2068.

19. Harada H., Takahashi M. CD44-dependent intracellular and extracellular catabolism of hyaluronic acid by nyaluronidase-1 and -2. J. Biol. Chem. 2007;282:5597-5607.

20. Hedbys B.O. Corneal resistance to the flow of water after enzymatic digestion. Exptl. Eye. Res. 1963;2:112-121.

21. Itano N., Kimata K. Expression cloning and molecular characterization of HAS protein, a eukaryotic hyaluronan synthase. J. Biol. Chem. 1996;271:9875-9878.

22. Ivanova L.N., Goryunova T.E., Nikiforovskaya L.F., Tishchenko N.I. Hyaluronate hydrolase activity and glycosaminoglycans in the Brattleboro rat kidney. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1982;394:503-508.

23. Ivanova L.N., Goryunova T.E., Nikiforovskaya L.F., Tishchenko N.I. Distribution and activity of hyaluronate hydrolases in the kidney and their reaction to ADH. Eds R. Dzurik, B. Lichardus, W. Guder. Kidney metabolism and function. Dortrecht:Martinus Nyhoff, 1985.

24. Ivanova L.N., Melidi N.N. Effects of vasopressin on hyaluronate hydrolase activities and water permeability in the frog urinary bladder. Pflugers Arch – Eur. J. Physiol. 2001;443:72-77.

25. Jacobson A., Brink J., Briskin M.J., Spicer A.P., Heldin P. Expression of human hyaluronan synthases in response to external stimuli. Biochem. J. 2000;348:29-35.

26. Jedrzejas M.J., Stern R. Structures of vertebrate hyaluronidases and their unique enzymatic mechanism of hydrolysis. Proteins. 2005;61: 227-238.

27. Knepper M.A., Saidel G.M., Hascall V.C., Dwyer T. Concentration of solutes in the renal inner medulla: interstitial hyaluronan as a mechanoosmotic transducer. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 2003;284: 433-446.

28. Lee J.Y., Spicer A.P. Hyaluronan: a multifunctional, megaDalton, stealth molecule. Curr. Opin Cell. Biol. 2000;12:581-588.

29. Nielsen S., Frokler J., Marples D., Kwon T.-H., Agre P., Knepper M. Aquaporins in the kidney: from molecules to Medicine. Physiol. Rev. 2001;82:205-244.

30. Noda Y., Sasaki S. Trafficking mechanism of water channel aquaporin- 2. Biol. Cell. 2005;97:885-892.

31. Pinter G.G., Shohet J.L. An inner medullary concentrating process activated by renal pelviccalyceal muscle contractions: assessment and hypothesis. J. Nephron. Physiol. 2009;113:1-6.

32. Preston B.N., Davies M., Ogston A.G. The composition and physicochemical properties of hyaluronate acids prepared from ox synovial fluid and from mesothelioma. Biochem. J. 1965;96:449-471.

33. Rinschen M.M., Yu M.-J.G., Boja J.D., Hoffert T., Pisitcun T., Knepper M.A. Quantitative phosphoproteomic analysis reveals vasopressin V2-receptor – dependent signaling pathway in renal collecting duct cells. PNAS. 2010;107:3882-3887.

34. Rügheimer L., Johnsson C., Maric C., Hansell P. Hormonal regulation of renomedullary hyaluronan. Acta Physiol. 2008;193:191-198.

35. Rügheimer L., Olerud L., Johnsson C., Takahashi T., Shimizu K., Hansell P. Hyaluronan synthases and hyaluronidases in the kidney during changes in hydration status. J. Matrix Biol. 2009;28:390-395.

36. Spicer A.P., McDonald J.A. Characterization and molecular evolution of a vertebrate hyaluronan synthase gene family. J. Biol. Chem. 1998;273:1923-1932.

37. Stern R. Devising a pathway for hyaluronan catabolism: are we there yet? Glycobiology. 2003;13:105R-115R.

38. Stridh S., Palm F., Hansell P. Renal interstitial Hyaluronan: functional aspects during normal and pathological conditions. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2012;302:R1235-R1249.

39. Takahashi T., Ikegami-Kawai M., Okuda R., Susuki K. A fluorimetric Morgan-Elson assay method for hyaluronidase activity. Anal. Biochem. 2003;322:257-261.

40. Uawithya P., Pisitkun T., Ruttenberg B.E., Knepper M.A. Transcriptional profiling of native inner medullary collecting duct cells from rat kidney. Physiol. Genomics. 2008;32:229-253.