Введение оптогенетических векторов в мозг неонатальным животным для исследования функции нейронов в последующие периоды онтогенеза

Управление активностью клетки светом определенной длины волны с помощью светочувствительных ионных каналов, опсинов, (оптогенетика) все более широко используется для исследования работы и функции нейронов. Внедрение в клеточную мембрану опсинов с последующим приобретением клеткой чувствительности к свету достигается с помощью вирусных векторов, созданных чаще всего на основе лентивирусов или аденоаcсоциированных вирусов (AAV) и несущих нуклеотидные последовательности, кодирующие белки фотоканалов. Введение в трансген-экспрессирующую кассету специфического для интересующего типа клеток промотора позволяет целенаправленно продуцировать опсин только в клетках-мишенях. Целью данной работы явились краткое описание оптогенетического подхода, а также анализ возможности его использования при введении вирусных векторов в мозг неонатальных животных для исследования функции нейронов in vivo в последующие периоды онтогенеза. В данной работе трехдневным крысятам под холодовым наркозом вводили в головной мозг оптовектор (pAAV-CAMKIIa-ChR2h134-YFP), кодирующий фотоканал, активирующий нейрон, и маркерный желтый флюоресцентный белок под контролем CAMKIIa промотора, специфичного для глутаматергических нейронов. Пик экспрессии внесенного гена, как правило, приходится на 3–5-ю неделю после введения вектора, что наблюдалось и в нашем случае. Фотостимуляция нейронов гиппокампа 20-дневных животных, которым на третий день жизни вводили оптовектор, повышала разрядную активность этих нейронов, а также увеличивала в них экспрессию белка с-Fos, являющегося общепризнанным маркером нейрональной активации. В результате проведения такого исследования в более поздние сроки, через 60 дней после неонатального введения гена оптоканала, не было обнаружено ни его заметной экспрессии, ни фотоактивации нейронов- мишеней гиппокампа. Таким образом, неонатальное введение вирусного вектора, несущего ген оптоканала, эффективно при исследовании функции нейронов мозга в ювенильном возрасте крыс и требует дополнительной проверки экспрессии гена в последующие периоды онтогенеза.

1. Дыгало Н.Н. Оптогенетический подход к исследованию центральных механизмов регуляции поведения. Усп. физиол. наук. 2015;46(2):17-23.

2. Ambrosi C.M., Boyle P.M., Chen K., Trayanova N.A., Entcheva E. Optogeneticsenabled assessment of viral gene and cell therapy for restoration of cardiac excitability. Sci. Rep. 2015;5(17350). DOI 10.1038/srep17350

3. Arenkiel B.R., Peca J., Davison I.G., Feliciano C., Deisseroth K., Augustine G.J., Ehlers M.D., Feng G. In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2. Neuron. 2007;54(2):205-218. DOI 10.1016/j. neuron.2007.03.005

4. Boyden E.S., Zhang F., Bamberg E., Nagel G., Deisseroth K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat. Neurosci. 2005;8(9):1263- 1268. DOI 10.1038/nn1525

5. Buzsaki G., Stark E., Berenyi A., Khodagholy D., Kipke D.R., Yoon E., Wise K.D. Tools for probing local circuits: high-density silicon probes combined with optogenetics. Neuron. 2015;86(1):92-105. DOI 10.1016/j.neuron.2015.01.028

6. Davis B.J., Marks D.L., Ralston T.S., Carney P.S., Boppart S.A. Interferometric synthetic aperture microscopy: Computed imaging for scanned coherent microscopy. Sensors (Basel). 2008;8(6):3903-3931. DOI 10.3390/s8063903

7. Deisseroth K. Optogenetics. Nat. Methods. 2011;8(1):26-29. DOI 10.1038/nmeth.f.324

8. Diester I., Kaufman M.T., Mogri M., Pashaie R., Goo W., Yizhar O., Ramakrishnan C., Deisseroth K., Shenoy K.V. An optogenetic toolbox designed for primates. Nat. Neurosci. 2011;14(3):387-397. DOI 10.1038/nn.2749

9. Dittgen T., Nimmerjahn A., Komai S., Licznerski P., Waters J., Margrie T.W., Helmchen F., Denk W., Brecht M., Osten P. Lentivirus-based genetic manipulations of cortical neurons and their optical and electrophysiological monitoring in vivo. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2004;101(52):18206-18211. DOI 10.1073/pnas.0407976101

10. Dygalo N.N., Kalinina T.S., Shishkina G.T. Neonatal programming of rat behavior by downregulation of alpha2A-adrenoreceptor gene expression in the brain. Ann. N.Y. Acad. Sci. 2008;1148:409-414. DOI 10.1196/annals.1410.063

11. Glock C., Nagpal J., Gottschalk A. Microbial rhodopsin optogenetic tools: Application for analyses of synaptic transmission and of neuronal network activity in behavior. Meth. Mol. Biol. 2015;1327:87-103. DOI 10.1007/978-1-4939-2842-2_8

12. Gompf H.S., Budygin E.A., Fuller P.M., Bass C.E. Targeted genetic manipulations of neuronal subtypes using promoter-specific combinatorial AAVs in wild-type animals. Front. Behav. Neurosci. 2015;9:152. DOI 10.3389/fnbeh.2015.00152

13. Gradinaru V., Thompson K.R., Zhang F., Mogri M., Kay K., Schneider M.B., Deisseroth K. Targeting and readout strategies for fast optical neural control in vitro and in vivo. J. Neurosci. 2007;27(52): 14231-14238. DOI 10.1523/JNEUROSCI.3578-07.2007

14. Guenthner C.J., Miyamichi K., Yang H.H., Heller H.C., Luo L. Permanent genetic access to transiently active neurons via TRAP: targeted recombination in active populations. Neuron. 2013;78(5):773-784. DOI 10.1016/j.neuron.2013.03.025

15. Hioki H., Kameda H., Nakamura H., Okunomiya T., Ohira K., Nakamura K., Kuroda M., Furuta T., Kaneko T. Efficient gene transduction of neurons by lentivirus with enhanced neuron-specific promoters. Gene Ther. 2007;14(11):872-882. DOI 10.1038/sj.gt.3302924

16. Husson S.J., Liewald J.F., Schultheis C., Stirman J.N., Lu H., Gottschalk A. Microbial light-activatable proton pumps as neuronal inhibitors to functionally dissect neuronal networks in C. elegans. PloS One. 2012;7(7):e40937. DOI 10.1371/journal.pone.0040937

17. Kim J.Y., Ash R.T., Ceballos-Diaz C., Levites Y., Golde T.E., Smirnakis S.M., Jankowsky J.L. Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo. Eur. J. Neurosci. 2013;37(8):1203- 1220. DOI 10.1111/ejn.12126

18. Lanshakov D.A., Sukhareva E.V., Kalinina T.S., Dygalo N.N. Dexamethasone- induced acute excitotoxic cell death in the developing brain. Neurobiol. Dis. 2016;91:1-9 DOI 10.1016/j.nbd.2016.02.009

19. Lin J.Y. A user’s guide to channelrhodopsin variants: features, limitations and future developments. Exp. Physiol. 2011;96(1):19-25. DOI 10.1113/expphysiol.2009.051961

20. Liu X., Ramirez S., Pang P.T., Puryear C.B., Govindarajan A., Deisseroth K., Tonegawa S. Optogenetic stimulation of a hippocampal engram activates fear memory recall. Nature. 2012;484(7394):381-385. DOI 10.1038/nature11028

21. Pisanello F., Sileo L., Oldenburg I.A., Pisanello M., Martiradonna L., Assad J.A., Sabatini B.L., De Vittorio M. Multipoint-emitting optical fibers for spatially addressable in vivo optogenetics. Neuron. 2014;82(6):1245-1254. DOI 10.1016/j.neuron.2014.04.041

22. Samaranch L., San Sebastian W., Kells A.P., Salegio E.A., Heller G., Bringas J.R., Pivirotto P., DeArmond S., Forsayeth J., Bankiewicz K.S. AAV9-mediated expression of a non-self protein in nonhuman primate central nervous system triggers widespread neuroinflammation driven by antigen-presenting cell transduction. Mol. Ther. 2014;22(2):329-337. DOI 10.1038/mt.2013.266

23. Shishkina G.T., Kalinina T.S., Dygalo N.N. Attenuation of alpha2Aadrenergic receptor expression in neonatal rat brain by RNA interference or antisense oligonucleotide reduced anxiety in adulthood. Neuroscience. 2004;129(3):521-528. DOI 10.1016/j.neuroscience. 2004.08.015

24. Shishkina G.T., Kalinina T.S., Sournina N.Y., Dygalo N.N. Effects of antisense to the (alpha)2A-adrenoceptors administered into the region of the locus ceruleus on behaviors in plus-maze and sexual behavior tests in sham-operated and castrated male rats. J. Neurosci. 2001;21(2):726-731.

25. Stuber G.D., Sparta D.R., Stamatakis A.M., van Leeuwen W.A., Hardjoprajitno J.E., Cho S., Tye K.M., Kempadoo K.A., Zhang F., Deisseroth K., Bonci A. Excitatory transmission from the amygdala to nucleus accumbens facilitates reward seeking. Nature. 2011;475(7356):377-380. DOI 10.1038/nature10194

26. Tan E.L., Pereles B.D., Horton B., Shao R., Zourob M., Ong K.G. Implantable biosensors for real-time strain and pressure monitoring. Sensors (Basel). 2008;8(10):6396-6406. DOI 10.3390/s8106396

27. Wang H., Peca J., Matsuzaki M., Matsuzaki K., Noguchi J., Qiu L., Wang D., Zhang F., Boyden E., Deisseroth K., Kasai H., Hall W.C., Feng G., Augustine G.J. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2007;104(19):8143-8148. DOI 10.1073/pnas.0700384104

28. Warden M.R., Selimbeyoglu A., Mirzabekov J.J., Lo M., Thompson K.R., Kim S.Y., Adhikari A., Tye K.M., Frank L.M., Deisseroth K. A prefrontal cortex-brainstem neuronal projection that controls response to behavioural challenge. Nature. 2012;492(7429):428-432. DOI 10.1038/nature11617

29. Watakabe A., Ohtsuka M., Kinoshita M., Takaji M., Isa K., Mizukami H., Ozawa K., Isa T., Yamamori T. Comparative analyses of adeno-associated viral vector serotypes 1, 2, 5, 8 and 9 in marmoset, mouse and macaque cerebral cortex. Neurosci. Res. 2015;93:144- 157. DOI 10.1016/j.neures.2014.09.002

30. Zapara G.A., Ratushnyak A.S., Shtark M.B. Local changes in transmembrane ionic currents during plastic reorganizations of electrogenesis of isolated neurons of the pond snail. Neurosci. Behav. Physiol. 1989;19(3):224-229.

31. Zhang F., Gradinaru V., Adamantidis A.R., Durand R., Airan R.D., de Lecea L., Deisseroth K. Optogenetic interrogation of neural circuits: technology for probing mammalian brain structures. Nat. Protoc. 2010;5(3):439-456. DOI 10.1038/nprot.2009.226

32. Zhang F., Wang L.P., Brauner M., Liewald J.F., Kay K., Watzke N., Wood P.G., Bamberg E., Nagel G., Gottschalk A., Deisseroth K. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 2007;446(7136):633-639. DOI 10.1038/nature05744

33. Zhao S., Ting J.T., Atallah H.E., Qiu L., Tan J., Gloss B., Augustine G.J., Deisseroth K., Luo M., Graybiel A.M., Feng G. Cell typespecific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nat. Meth. 2011;8(9):745-752.