3С-МЕТОДЫ В ИССЛЕДОВАНИЯХ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ ОРГАНИЗАЦИИ ГЕНОМА

Полный текст:


Аннотация

Пространственная трехмерная организация генома эукариот играет важную роль в функционировании ядерного материала. До недавнего времени единственной возможностью исследования пространственной организации генома в ядре клеток было использование методов световой и электронной микроскопии. Появление метода захвата конформации хромосом (chromosome conformation capture, 3С) позволило изучать хромосомные контакты, используя только молекулярно-биологические подходы. На сегодняшний день на основе 3С разработано целое семейство методов реконструкции пространственной организации генома.


Об авторах

Н. Р. Батуллин
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия


В. С. Фишман
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия


Ю. Л. Орлов
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия


А. Г. Мензоров
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия


Д. А. Афонников
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия


О. Л. Серов
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук, Новосибирск, Россия Новосибирский национальный исследовательский государственный университет, Новосибирск, Россия
Россия


Список литературы

1. Akhtar A., Gasser S.M. The nuclear envelope and transcriptional control // Nat. Rev. Genet. 2007. V. 8. P. 507–517.

2. Andrulis E.D., Neiman A.M., Zappulla D.C. et al. Perinuclear localization of chromatin facilitates transcriptional silencing // Nature. 1998. V. 394. P. 592–595.

3. Beams H.W., Tahmisian T.T., Devine R. et al. Ultrastructure of the nuclear membrane of a gregarine parasitic in grasshoppers // Exp. Cell Res. 1957. V. 13. P. 200–204.

4. Belton J.M., McCord R.P., Gibcus J.H. et al. Hi-C: A comprehensive technique to capture the conformation of genomes // Methods. 2012. V. 58. P. 268–76.

5. Bian Q., Belmont A.S. Revisiting higher-order and large-scale chromatin organization // Curr. Opin. Cell Biol. 2012. V. 24. P. 359–366.

6. Cremer C., Cremer T., Gray J.W. Induction of chromosome damage by ultraviolet light and caffeine: correlation of cytogenetic evaluation and fl ow karyotype // Cytometry. 1982. V. 2. P. 287–290.

7. de Wit E., de Laat W. A decade of 3C technologies: insights into nuclear organization // Genes Dev. 2012. V. 26. P. 11–24.

8. Dekker J., Rippe K., Dekker M. et al. Capturing chromosome conformation // Science. 2002. V. 295. P. 1306–1311.

9. Dixon J.R., Selvaraj S., Yue F. et al. Topological domains in mammalian genomes identifi ed by analysis of chromatin interactions // Nature. 2012. V. 485. P. 376–380.

10. Dostie J., Richmond T.A., Arnaout R.A. et al. Chromosome сonformation сapture сarbon сopy (5C): a massively parallel solution for mapping interactions between genomic elements // Genome Res. 2006. V. 16. P. 1299–1309.

11. Fujita N., Wade P.A. Use of bifunctional cross-linking reagents in mapping genomic distribution of chromatin remodeling complexes // Methods. 2004. V. 33. P. 81–85.

12. Fullwood M.J., Wei C.L., Liu E.T. et al. Next-generation DNA sequencing of paired-end tags (PET) for transcriptome and genome analyses // Genome Res. 2009. V. 19. P. 521–532.

13. Gilbert N., Boyle S., Fiegler H. et al. Chromatin architecture of the human genome: gene-rich domains are enriched in open chromatin fi bers // Cell. 2004. V. 118. P. 555–566.

14. Grosberg A., Nechaev S., Shakhnovich E. The role of topological constraints in the kinetics of collapse of macromolecules // J. Physique. 1988. V. 49. P. 2095–2100.

15. Grosberg A., Rabin Y., Havlin S. et al. Crumpled globule model of the 3-dimensional structure of DNA // Europhys. Lett. 1993. V. 23. P. 373-378.

16. Guelen L., Pagie L., Brasset E. et al. Domain organization of human chromosomes revealed by mapping of nuclear lamina interactions // Nature. 2008. V. 453. P. 948–951.

17. Horike S., Cai S., Miyano M. et al. Loss of silent-chromatin looping and impaired imprinting of DLX5 in Rett syndrome // Nat. Genet. 2005. V. 37. P. 31–40.

18. Jackson V. Formaldehyde cross-linking for studying nucleosomal dynamics // Methods. 1999. V. 17. P. 125–139.

19. Kalhor R., Tjong H., Jayathilaka N. et al. Genome architectures revealed by tethered chromosome conformation capture and population-based modeling // Nat. Biotechnol. 2012. V. 30. P. 90–98.

20. Kosak S.T., Skok J.A., Medina K.L. et al. Subnuclear compartmentalization of immunoglobulin loci during lymphocyte development // Science. 2002. V. 296. P. 158–162.

21. Lieberman-Aiden E., van Berkum N.L., Williams L. et al. Comprehensive mapping of long-range interactions reveals folding principles of the human genome // Science. 2009. V. 326. P. 289–293.

22. Mateos-Langerak J., Bohn M., de Leeuw W. et al. Spatially confi ned folding of chromatin in the interphase nucleus // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2009. V. 106. P. 3812–3817.

23. Misteli T. Beyond the sequence: cellular organization of genome function // Cell. 2007. V. 128. P. 787–800.

24. Morey C., Da Silva N.R., Perry P. et al. Nuclear reorganisation and chromatin decondensation are conserved, but distinct, mechanisms linked to Hox gene activation // Development. 2007. V. 134. P. 900-919.

25. Munkel C., Langowski J. Chromosome structure predicted by a polymer model // Phys. Rev. E. 1998. V. 57. P. 5888–5896.

26. Orlando V., Strutt H., Paro R. Analysis of chromatin structure by in vivo formaldehyde cross-linking // Methods. 1997. V. 11. P. 205–214.

27. Peric-Hupkes D., Meuleman W., Pagie L. et al. Molecular maps of the reorganization of genome-nuclear lamina interactions during differentiation // Mol. Cell. 2010. V. 38. P. 603–613.

28. Pickersgill H., Kalverda B., de Wit E. et al. Characterization of the Drosophila melanogaster genome at the nuclear lamina // Nat. Genet. 2006. V. 38. P. 1005–1014.

29. Ryba T., Hiratani I., Lu J. et al. Evolutionarily conserved replication timing profi les predict long-range chromatin interactions and distinguish closely related cell types // Genome Res. 2010. V. 20. P. 761–770.

30. Shaw P.J. Mapping chromatin conformation // F1000 Biol. Rep. 2010. V. 2.

31. Shopland L.S., Lynch C.R., Peterson K.A. et al. Folding and organization of a contiguous chromosome region according to the gene distribution pattern in primary genomic sequence // J. Cell Biol. 2006. V. 174. P. 27–38.

32. Simonis M., Klous P., Splinter E. et al. Nuclear organization of active and inactive chromatin domains uncovered by chromosome conformation capture-on-chip (4C) // Nat. Genet. 2006. V. 38. P. 1348–1354.

33. Solovei I., Kreysing M., Lanctôt C. et al. Nuclear architecture of rod photoreceptor cells adapts to vision in mammalian evolution // Cell. 2009. V. 137. P. 356–368.

34. Splinter E., Heath H., Kooren J. et al. CTCF mediates long-range chromatin looping and local histone modifi cation in the betaglobin locus // Genes Dev. 2006. V. 20. P. 2349–2354.

35. Taddei A., Hediger F., Neumann F. R. et al. The function of nuclear architecture: a genetic approach // Annu. Rev. Genet. 2004. V. 38. P. 305–345.

36. Wang K.C., Yang Y.W., Liu B. et al. A long noncoding RNA maintains active chromatin to coordinate homeotic gene expression // Nature. 2011. V. 472. P. 120–124.

37. Würtele H., Chartrand P. Genome-wide scanning of HoxB1- associated loci in mouse ES cells using an open-ended Chromosome Conformation Capture methodology // Chromosome Res. 2006. V. 14. P. 477–495.

38. Zhao Z., Tavoosidana G., Sjцlinder M. et al. Circular chromosome conformation capture (4C) uncovers extensive networks of epigenetically regulated intra- and interchromosomal interactions // Nat. Genet. 2006. V. 38. P. 1341–1347.


Дополнительные файлы

Просмотров: 177

Обратные ссылки

  • Обратные ссылки не определены.


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2500-0462 (Print)
ISSN 2500-3259 (Online)