Ингибирование гексокиназы 2 приводит к снижению экспрессии ферментов гликолиза PFKP, BPGM и GPI в клеточной линии RKO

Колоректальный рак (КРР) – одно из наиболее распространенных злокачественных новообразований в мире, характеризующееся высоким уровнем смертности. Изучение ключевых аспектов формирования и прогрессии КРР необходимо для разработки новых подходов к его терапии, а также поиска новых диагностических, прогностических и предиктивных биомаркеров. Для многих видов опухолей важным изменением метаболизма является акти ва ция гликолиза, ассоциированная с нарушением экспрессии основных ферментов, принимающих участие в этом процессе, и регуляторных молекул. Чаще всего в опухолевых клетках наблюдается повышение экспрессии гексокиназы 2 (HK2), что делает ее многообещающей мишенью для таргетной терапии. В мо дифицированной нами клеточной линии RKO, постоянно экспрес сирующей короткие шпилечные РНК для ингибирования гексоки назы 2, проведен количественный анализ экспрессии 15 генов (GAPDH, ADPGK, ALDOA, ENO3, PFKL, PGK1, PGAM1, PKM2, ENO1, PDK1, PDK3, PFKP, ENO2, GPI и BPGM), кодирующих ключевые ферменты гликолиза, а также гена HIF1A. Выявлено значительное снижение экспрессии генов PFKP, BPGM и GPI на уровне мРНК (в 5, 86 и 93 раза соответственно) и белка (в 2.5, 3.5 и 19 раз соответственно). Вероятно, снижение экспрессии GPI и PFKP связано с уменьшением количества их субстратов, глюкозо­6­фосфата и фруктозо­6­фосфата, при подавлении гексокиназы 2. Однако вопрос о при чинах снижения уровня мРНК этих трех ферментов при одновременном сохранении уровня экспрессии других участников гликолиза требует дальнейшего изучения.

: колоректальный рак, shRNA, кПЦР, Вестерн­блот, гликолиз, эффект Варбурга, HK2

1. Cho J., King J.S., Qian X., Harwood A.J., Shears S.B. Dephosphorylation of 2,3-bisphosphoglycerate by MIPP expands the regulatory capacity of the Rapoport-Luebering glycolytic shunt. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008;105(16):5998-6003. DOI 10.1073/pnas.0710980105.

2. Dmitriev A.A., Kudryavtseva A.V., Krasnov G.S., Koroban N.V., Speranskaya A.S., Krinitsina A.A., Belenikin M.S., Snezhkina A.V., Sadritdinova A.F., Kishlyan N.V., Rozhmina T.A., Yurkevich O.Y., Muravenko O.V., Bolsheva N.L., Melnikova N.V. Gene expression profiling of flax (Linum usitatissimum L.) under edaphic stress. BMC Plant Biol. 2016;16(Suppl. 3):237. DOI 10.1186/s12870-016-0927-9.

3. Funasaka T., Yanagawa T., Hogan V., Raz A. Regulation of phosphoglucose isomerase/autocrine motility factor expression by hypoxia. FASEB J. 2005;19(11):1422-1430. DOI 10.1096/fj.05-3699com.

4. Graziano F., Ruzzo A., Giacomini E., Ricciardi T., Aprile G., Loupakis F., Lorenzini P., Ongaro E., Zoratto F., Catalano V., Sarti D., Rulli E., Cremolini C., De Nictolis M., De Maglio G., Falcone A., Fiorentini G., Magnani M. Glycolysis gene expression analysis and selective metabolic advantage in the clinical progression of colorectal cancer. Pharmacogenomics J. 2017;17(3):258-264. DOI 10.1038/tpj.2016.13.

5. Haraldson K., Kashuba V.I., Dmitriev A.A., Senchenko V.N., Kudryav tseva A.V., Pavlova T.V., Braga E.A., Pronina I.V., Kondratov A.G., Rynditch A.V., Lerman M.I., Zabarovsky E.R. LRRC3B gene is frequently epigenetically inactivated in several epithelial malignancies and inhibit cell growth and replication. Biochimie. 2012;94:1151-1157. DOI 10.1016/j.biochi.2012.01.019.

6. Hsu P.P., Sabatini D.M. Cancer cell metabolism: Warburg and beyond. Cell. 2008;134(5):703-707. DOI 10.1016/j.cell.2008.08.021.

7. Izuishi K., Yamamoto Y., Sano T., Takebayashi R., Nishiyama Y., Mori H., Masaki T., Morishita A., Suzuki Y. Molecular mechanism underlying the detection of colorectal cancer by 18F-2-fluoro2-deoxy-D-glucose positron emission tomography. J. Gastrointest. Surg. 2012;16(2):394-400. DOI 10.1007/s11605-011-1727-z.

8. Katagiri M., Karasawa H., Takagi K., Nakayama S., Yabuuchi S., Fujishima F., Naitoh T., Watanabe M., Suzuki T., Unno M. Hexokinase 2 in colorectal cancer: a potent prognostic factor associated with glycolysis, proliferation and migration. Histol. Histopathol. 2017; 32(4):351-360. DOI 10.14670/HH-11-799.

9. Kim J.W., Dang C.V. Multifaceted roles of glycolytic enzymes. Trends Biochem. Sci. 2005;30(3):142-150. DOI 10.1016/j.tibs.2005.01.005.

10. Krasnov G.S., Dmitriev A.A., Lakunina V.A., Kirpiy A.A., Kudryavtseva A.V. Targeting VDAC-bound hexokinase II: a promising approach for concomitant anti-cancer therapy. Expert Opin. Ther. Targets. 2013a;17(10):1221-1233. DOI 10.1517/14728222.2013.833607.

11. Krasnov G.S., Dmitriev A.A., Sadtritdinova A.F., Fedorova M.S., Snezh kina A.V., Melnikova N.V., Poteryakhina A.V., Nyushko K.M., Belyakov M.M., Kaprin A.D., Zaretsky A.R., Kudryavtseva A.V. Evaluation of gene expression of hexokinases in colorectal cancer with the use of bioinformatics methods. Biofizika. 2015;60(6):1050-1056. DOI 10.1134/S0006350915060172.

12. Krasnov G.S., Dmitriev A.A., Snezhkina A.V., Kudryavtseva A.V. De regulation of glycolysis in cancer: glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase as a therapeutic target. Expert Opin. Ther. Targets. 2013b;17(6):681-693. DOI 10.1517/14728222.2013.775253.

13. Kudryavtseva A.V., Fedorova M.S., Zhavoronkov A., Moskalev A.A., Zasedatelev A.S., Dmitriev A.A., Sadritdinova A.F., Karpova I.Y., Nyushko K.M., Kalinin D.V., Volchenko N.N., Melnikova N.V., Klimina K.M., Sidorov D.V., Popov A.Y., Nasedkina T.V., Kaprin A.D., Alekseev B.Y., Krasnov G.S., Snezhkina A.V. Effect of lentivirus-mediated shRNA inactivation of HK1, HK2, and HK3 genes in colorectal cancer and melanoma cells. BMC Genet. 2016a; 17(Suppl. 3):156. DOI 10.1186/s12863-016-0459-1.

14. Kudryavtseva A.V., Krasnov G.S., Dmitriev A.A., Alekseev B.Y., Kardymon O.L., Sadritdinova A.F., Fedorova M.S., Pokrovsky A.V., Melnikova N.V., Kaprin A.D., Moskalev A.A., Snezhkina A.V. Mitochondrial dysfunction and oxidative stress in aging and cancer. Oncotarget. 2016b;7(29):44879-44905. DOI 10.18632/oncotarget.9821.

15. Kudryavtseva A.V., Lipatova A.V., Zaretsky A.R., Moskalev A.A., Fedorova M.S., Rasskazova A.S., Shibukhova G.A., Snezhkina A.V., Kaprin A.D., Alekseev B.Y., Dmitriev A.A., Krasnov G.S. Important molecular genetic markers of colorectal cancer. Oncotarget. 2016c; 7(33):53959-53983. DOI 10.18632/oncotarget.9796.

16. Mathupala S.P., Rempel A., Pedersen P.L. Glucose catabolism in cancer cells: identification and characterization of a marked activation response of the type II hexokinase gene to hypoxic conditions. J. Biol. Chem. 2001;276(46):43407-43412. DOI 10.1074/jbc. M108181200.

17. Melnikova N.V., Dmitriev A.A., Belenikin M.S., Koroban N.V., Speranskaya A.S., Krinitsina A.A., Krasnov G.S., Lakunina V.A., Snezh kina A.V., Sadritdinova A.F., Kishlyan N.V., Rozhmina T.A., Klimina K.M., Amosova A.V., Zelenin A.V., Muravenko O.V., Bolsheva N.L., Kudryavtseva A.V. Identification, expression analysis, and target prediction of flax genotroph microRNAs under normal and nutrient stress conditions. Front. Plant Sci. 2016;7:399. DOI 10.3389/fpls.2016.00399.

18. Oparina N.Y., Snezhkina A.V., Sadritdinova A.F., Veselovskii V.A., Dmitriev A.A., Senchenko V.N., Mel’nikova N.V., Speranskaya A.S., Darii M.V., Stepanov O.A., Barkhatov I.M., Kudryavtseva A.V. Differential expression of genes that encode glycolysis enzymes in kidney and lung cancer in humans. Russ. J. Genet. 2013;49(7):707-716. DOI 10.1134/S1022795413050104.

19. Pastorino J.G., Shulga N., Hoek J.B. Mitochondrial binding of hexokinase II inhibits Bax-induced cytochrome c release and apoptosis. J. Biol. Chem. 2002;277(9):7610-7618. DOI 10.1074/jbc.M109950200.

20. Siegel R.L., Miller K.D., Fedewa S.A., Ahnen D.J., Meester R.G.S., Barzi A., Jemal A. Colorectal cancer statistics, 2017. CA: Cancer J. Clin. 2017;67(3):177-193. DOI 10.3322/caac.21220.

21. Snezhkina A.V., Krasnov G.S., Zaretsky A.R., Zhavoronkov A., Nyu - shko K.M., Moskalev A.A., Karpova I.Y., Afremova A.I., Lipatova A.V., Kochetkov D.V., Fedorova M.S., Volchenko N.N., Sadritdinova A.F., Melnikova N.V., Sidorov D.V., Popov A.Y., Kalinin D.V., Kaprin A.D., Alekseev B.Y., Dmitriev A.A., Kudryavtseva A.V. Differential expression of alternatively spliced transcripts related to energy metabolism in colorectal cancer. BMC Genomics. 2016;17(Suppl. 14):1011. DOI 10.1186/s12864-0163351-5.

22. Wang W., Liu Z., Zhao L., Sun J., He Q., Yan W., Lu Z., Wang A. Hexokinase 2 enhances the metastatic potential of tongue squamous cell carcinoma via the SOD2-H2O2 pathway. Oncotarget. 2017;8(2): 3344-3354. DOI 10.18632/oncotarget.13763.

23. Wang J., Zhang P., Zhong J., Tan M., Ge J., Tao L., Li Y., Zhu Y., Wu L., Qiu J., Tong X. The platelet isoform of phosphofructokinase contributes to metabolic reprogramming and maintains cell proliferation in clear cell renal cell carcinoma. Oncotarget. 2016;7(19):27142-27157. DOI 10.18632/oncotarget.8382.

24. Warburg O. Origin of cancer cells. Oncologia. 1956;9(2):75-83. DOI 10.1126/science.123.3191.309.

25. Wilson J.E. Isozymes of mammalian hexokinase: structure, subcellular localization and metabolic function. J. Exp. Biol. 2003; 206(12):2049-2057. DOI 10.1242/jeb.00241.

26. Yeh C.S., Wang J.Y., Chung F.Y., Lee S.C., Huang M.Y., Kuo C.W., Yang M.J., Lin S.R. Significance of the glycolytic pathway and glycolysis related-genes in tumorigenesis of human colorectal cancers. Oncol. Rep. 2008;19(1):81-91. DOI 10.3892/or.19.1.81.