МОРФОГЕНЕТИЧЕСКИЙ ПОТЕНЦИАЛ СОРТОВ КАРТОФЕЛЯ СИБИРСКОЙ СЕЛЕКЦИИ В КУЛЬТУРЕ in vitro

Картофель – одна из важнейших пищевых культур в мире, подвержен поражению вирусами, грибами, бактериями, что снижает его урожайность и приносит большой экономический ущерб. Достижения современной биотехнологии позволяют создавать устойчивые сорта растений, для которых традиционные методы селекции затруднены, путем модификации их генома. Необходимы эффективные и воспроизводимые методики регенерации картофеля в культуре in vitro. Три сорта сибирской селекции Тулеевский, Кемеровчанин, Сафо и два контрольных сорта Голубизна и Никулинский использовали в работе в качестве модельных для оценки их морфогенетического потенциала в культуре in vitro. Экспланты стебля получали от растений, выращенных in vitro в пробирках. Стеблевые экспланты исследуемых сортов культивировали на основной среде Мурасиге–Скуга с добавлением 1 мг/л транс­зеатина, 0.1 мг/л индолилуксусной кислоты, 10 мг/л гиббереллина  и витаминов (среда Р1). Все этапы культивирования, вплоть до  получения полноценных растений­регенерантов, проводили на среде Р1. Каждые две недели экспланты переносили на свежие  питательные среды. Все сорта формировали каллус, но различались по срокам каллусообразования и типу формируемого каллуса. При дальнейшем культивировании сортов на среде того же состава наблюдали морфогенез – образование побегов на раневых поверхностях экспланта. Высокую регенерационную способность проявили сорта Тулеевский, Кемеровчанин и Голубизна (73–97.7 %), низкую – сорт Сафо (63 %). Обнаружен внутрисортовой полиморфизм по способности к регенерации у сибирских сортов. Регенеранты укоренялись на среде Мурасиге – Скуга, без добавления  фитогормонов на седьмой день культивирования. В контроле (на среде без добавления фитогормонов) стеблевые экспланты всех пяти сортов не формировали каллус и не развивали побеги на раневых поверхностях. Предлагаемый способ индукции морфо­генеза в культуре in vitro у картофеля прост, эффективен и может быть использован для других сортов.

1. Andersson M., Trifonova A., Andersson A.B., Johansson M., Bulow L., Hofvander P. A novel selection system for potato transformation using a mutated AHAS gene. Plant Cell Rep. 2003;22:261-267.

2. Andersson M., Turesson H., Nicolia A., Falt A.S., Samuelsson M., Hofvander P. Eficient targeted multiallelic mutagenesis in tetraploid potato (Solanum tuberosum) by transient CRISPR-Cas9 expression in protoplasts. Plant Cell Rep. 2017;36:117-128. DOI 10.1007/s00299-016-2062-3.

3. Artyukhova S.I., Kirgizova I.V. A biotechnological way of in vitro reproduction of healthy potato in West Siberia through microtubers. Sovremennye naukoemkie tekhnologii = Modern High Technologies. 2014; 12:107-108. (in Russian)

4. Avetisov V.A., Melik-Sarkisov O.S. Genotypic morphogenesis features in callus cultures from various potato varieties. Selskokhozyaystvennaya Biologiya = Agricultural Biology. 1985;3:67-70. (in Russian)

5. Banerjee А.K., Prat S., Hannapel D.J. Eficient production of transgenic potato (S. tuberosum L. ssp. andigena) plants via Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation. Plant Sci. 2006;170:732-738. DOI.org/10.1016/j.plantsci.2005.11.007.

6. Barrell P.J., Meiyalaghan S., Jacobs J.M., Conner A.J. Applications of biotechnology and genomics in potato improvement. Plant Biotechnol. J. 2013;11:907-920. DOI 10.1111/pbi.12099.

7. Beaujean A., Sangwan R.S., Lecardonnel A., Sangwan-Norreel B.S. Agrobacterium-mediated transformation of three economically important potato cultivars using sliced internodal explants: an eficient protocol of transformation. J. Exp. Bot. 1998;49:1589-1595. DOI.org/10.1093/jxb/49.326.1589.

8. Butenko R.G. Totipotentnost’ rastitel’noy kletki. Kul’tura izolirovannykh organov, tkaney i kletok rasteniy [Totipotency of plant cells. Culture of isolated plant organs, tissues and plant cells.]. Мoscow: Nauka Publ., 1970. (in Russian)

9. Butenko R.G., Khromova L.M., Sednina G.V. Metodicheskie uka- zaniya po polucheniyu variantnykh kletochnykh liniy i rasteniy u raznykh sortov kartofelya [Methodical instructions for obtaining variant cell lines and plants from various potato cultivars]. Moscow:

10. VASKHNIL Publ., 1984. (in Russian)

11. Chakravarty B., Wang-Pruski G. Rapid regeneration of stable transformants in cultures of potato by improving factors inluencing Agrobacterium-mediated transformation. Adv. Biosci. Biotechnol. 2010; 1:409-416. DOI 10.4236/abb.2010.

12. Coleman M., Waugh R., Powell W. Genetical analysis of in vitro cell and tissue culture response in potato. Plant Cell Tissue Organ Cult. 1990;23:181-186.

13. Craig W., Gargano D., Scotti N., Nguyen T.T., Lao N.T., Kavanagh D.A., Dix H.J., Cardi T. Direct gene transfer in potato: a comparison of particle bombardment of leaf explants and PEG-mediated transformation of protoplasts. Plant Cell Rep. 2005;24:603-611.

14. DeBlock M. Genotype-independent leaf disc transformation of potato (Solanum tuberosum) using Agrobacterium tumefaciens. Theor. Appl. Genet. 1988;76:767-774. Ehsanpour A.A., Jones M.G.K. Plant regeneration from mesophyll pro- toplasts of potato (Solanum tuberosum L.) cultivar Delaware using silver thiosulfate (STS). J. Sci. I. R. Iran. 2001;12(2):103-110.

15. Gavrilenko T.A., Yermishin A.P. Interspeciic hybridization of potato: theoretical and applied aspects. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2017;21(1):16-29. DOI 10.18699/VJ17.220. (in Russian)

16. Gebhardt C. The historical role of species from the Solanaceae plant fam- ily in genetic research. Theor. Appl. Genet. 2016;1(29):2281-2294.

17. Guseva K.Yu., Borodulina I.D., Myakisheva E.P., Tavartkiladze O.K. In vitro study of rhizogenesis in potato varieties (Solanum tuberosum L.). Izvestiya Altayskogo gosudarstvennogo universiteta = Izvestiya of the Altai State University. 2013;1:57-60. DOI 10.14258/izvasu (2013)3.2-13. (in Russian)

18. Hussain I., Muhammad A., Chaudhry Z., Asghar R., Naqvi S.M.S., Rashid H. Morphogenic potential of three potato (Solanum tuberosum) cultivars from diverse explants, a prerequisite in genetic manipulation. Pak. J. Bot. 2005;37:889-898.

19. Kaur A.M., Reddy S., Kumar A. Eficient, one step and cultivar independent shoot organogenesis of potato. Physiol. Mol. Biol. Plants. 2017;23:461-469. DOI 10.1007/s12298-017-0418-y.

20. Larkin P.J., Scowcroft W.R. Somaclonal variation – a novel source of variation from cell cultures for plant improvement. Theor. Appl. Genet. 1981;60:197-214.

21. Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 1962;15:473-497. DOI 10.1098/rstb.2000.0713.

22. Muthoni J., Kabira J., Shimelis H., Melis R. Tetrasomic inheritance in cultivated potato and implications in conventional breeding. Aust. J. Crop Sci. 2015;9:185-190.

23. Pershina L.A. Osnovnye metody kul’tivirovaniya in vitro v biotekhnologii rasteniy [Basic methods of in vitro culturing in plant biotechnology]. Novosibirsk: Novosibirsk State University Publ., 2005. (in Russian)

24. Starodubtseva (Kamionskaya) A.M., Belousova M.B., Konov A.L., Scryabin K.G. Sposob polucheniya geneticheski modiitsirovannykh rasteniy kartofelya sorta Golubizna s pomoshch’yu Agrobacterium tumefaciens [Method for Agrobacterium tumefaciens-mediated preparation of genetically modiied potato plants of cultivar Golubizna]. Patent RF No. 2231551, 2004. (in Russian)

25. Vasquez J.N., Clarence A.R., Jr. The systemin precursor gene regulates both defensive and developmental genes in Solanum tuberosum. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002;99:15818-15821.

26. Yee S., Stevens B., Coleman S., Seabrook J.E.A., Li X.-Q. High-eficiency regeneration in vitro from potato petioles with intact lealets. Am. J. Potato Res. 2001;78:151-157.