Preview

Вавиловский журнал генетики и селекции

Расширенный поиск

Аллоплазматические рекомбинантные линии (H. vulgare)-T. aestivum с транслокацией 1RS.1BL: исходные генотипы для создания сортов мягкой пшеницы

https://doi.org/10.18699/VJ18.393

Полный текст:

Аннотация

Аллоплазматические линии образуются при замещении цитоплазмы одного вида на цитоплазму другого в резуль­тате повторяющихся возвратных скрещиваний отдаленных гибридов с отцовским генотипом. Так как при замещении цитоплазмы между ядром и цитоплазмой возникают новые межгеномные взаимодействия, приводящие к изменчи­вости признаков растений, аллоплазматические линии с восстановленной фертильностью могут служить до­полнительным источником биоразнообразия культурных растений. Ранее в наших работах были получены рекомбинантные аллоплазматические линии (H. vulgare)-T. aestivum, обозначенные как Л-17(1)–Л-17(37), сформированные от растения с частично восстановленной фертильностью ВС3 поколения ячменно-пшеничного гибрида H. vulgare (Неполегающий) × T. aestivum (Саратовская 29). Этот мужско-стерильный гибрид был последовательно беккрос­сирован сортами пшеницы Мироновская 808 (дважды) и Саратовская 29, где сорт Мироновская 808 оказал влияние на восстановление фертильности. В статье представлены результаты изучения группы рекомбинантных аллоплазматических линий Л-17F4, а также линий гаплоидов с удвоен­ным числом хромосом – аллоплазматических ДГ-17-линий, полученных в результате культивирования пыльников линий Л-17F2. Наиболее продуктивные из изученных линий включены в селекционный процесс. Успешной для селек­ции оказалась гибридная форма Лютесценс 311/00-22, полученная от скрещивания аллоплазматической ДГ(1)17-линии с эуплазматической линией Com37 (CIMMYT), источником пшенично-ржаной транслокации 1RS.1BL. При­сутствие транслокации 1RS.1BL в геноме формы Лютесценс 311/00-22 и выделенных из нее аллоплазматических линий Л-311(1)–Л-311(6) не привело к снижению фертильности растений или их стерильности. Это указывает на то, что хромосома пшеницы 1BS не несет ген(ы), определяющие восстановление фертильности у изученных в настоящей работе аллоплазматических линий (H. vulgare)-T. aestivum. Линии Л-311(1)– Л-311(6) показали их преимущество по сравнению с сортами-стандартами по устойчивости к бурой ржавчине, стеблевой ржавчине, урожайности, ка­честву зерна. В результате селекционных испытаний в Ом­ском аграрном научном центре, Агрокомплексе «Кургансемена», на предприятии «Ишимское» Тюменской области на основе аллоплазматических линий Л-311(5), Л-311(4) и Л-311(6) созданы сорта яровой мягкой пшеницы Сигма, Уралосибирская 2 и Ишимская 11 соответственно.                            

Об авторах

Л. А. Першина
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


Л. И. Белова
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


Н. В. Трубачеева
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


Т. С. Осадчая
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


В. К. Шумный
Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук
Россия
Новосибирск


И. А. Белан
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Омский аграрный научный центр»
Россия
Омск


Л. П. Россеева
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Омский аграрный научный центр»
Россия
Омск


В. В. Немченко
Агрокомплекс «Кургансемена»
Россия
Курган


С. Н. Абакумов
Федеральное государственное унитарное предприятие «Ишимское»
Россия
Тюменская область


Список литературы

1. Aksyonova E., Sinyavskaya M., Danilenko N., Pershina L., Nakamura C., Davydenko O. Heteroplasmy and pater¬nally oriented shift of the organellar DNA composition in barley-wheat hybrids during backcrosses with wheat parents. Genome. 2005;48(5):761-769.

2. Atienza S.G., Martin A., Peechioni N., Platani C., Cattivel¬li L. The nuclear-cytoplasmic interaction controls carotenoid content in wheat. Euphytica. 2008;159:325-331.

3. Belan I., Rosseeva L., Laikova L., Rosseev V., Pershina L., Trubacheeva N., Morgounov A., Zelenskiy Y. Utilization of new wheat genepool in breeding of spring bread wheat. Proc. of 8th Int. Wheat Conf. St. Petersburg, 1–4 June 2010. St. Petersburg, 2010;69-70.

4. Belan I.A., Rosseeva L.P., Meshkova L.V., Blokhina N.P., Pershina L.A., Trubacheeva N.V. Development of soft wheat varieties resistant to fungal diseases for West Sibe¬ria and the Ural. Vestnik Altayskogo Gosudarstvennogo Agrarnogo Universiteta = Bulletin of the Altai State Agricultural University. 2017;1(147):5-7. (in Russian)

5. Bentolila S., Alfonso A.A., Hanson M.R. A pentatricopeptide repeat-containing gene restores fertility to cytoplasmic male sterile plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002;99:10887-10892.

6. Bildanova L.L., Badaeva E.D., Pershina L.A., Salina E.A. Molecular study and C-banding of chromosomes in common wheat alloplasmic lines obtained from the backcross progeny of barley–wheat hybrids Hordeum vulgare L. (2n = 14) × Triticum aestivum L. (2n = 42) and differing in fertility. Russ. J. Genet. 2004;40(12):1383-1391.

7. Buloychik A.A., Voluevich E.A., Mikhno A.M. Genome and plasmon effects on the expression of defeated genes for resistance to brown rust in wheat. Tsitologiya i Genetika = Cytology and Genetics. 2002;36(2):11-19. (in Russian)

8. Cisar G., Cooper D.B. Hybrid wheat. In: Curtis B.C., Rajaram S. Gomez Macpherson H. (Eds). Bread Wheat: Improvement and Production. Rome: Food and Agriculture Organization, 2002;30:157-174.

9. Crosatti C., Quansah L., Maré C., Giusti L., Roncaglia E., Atienza S.G., Cattivelli L., Fait A. Cytoplasmic genome substitution in wheat affects the nuclear-cytoplasmic cross-talk leading to transcript and metabolite alterations. BMC Genomics. 2013;14:868-889. https://doi.org/10.1186/1471-2164-14-868.

10. Delibes A., Doussinault G., Mena M., López-Brana I., Garcia-Olmedo F. Eyespot resistance gene Pch-1 from Aegilops ventricosa is associated with a different chromosome in wheat line H-93-70 than the resistance factor in “Roazon” wheat. Theor. Appl. Genet. 1988; 76(4):573-576. DOI 10.1007/BF00260911.

11. Dhitaphichit P., Jones P., Keane E.M. Nuclear and cytoplasmic gene control of resistance to loose smut (Ustilago tritici (Pers.) Rostr.) in wheat (Triticum aestivum L.). Theor. Appl. Genet. 1989;78(6): 897-903.

12. Dorofeev V.F., Udachin R.A., Semenova L.V., Novikova M.V., Gradchaninova O.D., Shitova I.P., Merezhko A.F., Filatenko A.A. Wheats of the World. Leningrad: Agropromizdat Publ., 1987. (in Russian)

13. Ekiz H., Safi Kiral A., Akçin A., Simsek L. Cytoplasmic effects on quality traits of bread wheat (Triticum aestivum L.). Euphytica. 1998;100(1):189-196.

14. Friebe B., Jiang J., Raupp W.J., McIntosh R.A., Gill B.S. Characterization on wheat-alien translocations conferring resistance to diseases and pests: current status. Euphytica. 1996;91(1):59-87.

15. Gordey I.A., Belko N.B., Lyusikov O.M. Sekalotritikum (×Secalotriticum): the genetic basis for the creation and formation of the genome. Minsk: Belaruskaya Navuka Publ., 2011. (in Russian)

16. Gultyaeva E.I. Rye translocations in cultivars of common wheat included in National Register of Breeding Achievements. Proc. of 3d Int. Conf. “Genetic Resources and Plant Breeding”. Novosibirsk, 2017;16-17. (in Russian)

17. Hoffmann B. Alteration of drought tolerance of winter wheat caused by translocation of rye chromosome segment 1R. Cereal Res. Commun. 2008;36(2):269-278.

18. Jones P., Keane E.M., Osborne B.A. Effects of alien cytoplasmic variation on carbon assimilation and productivity in wheat. J. Exp. Bot. 1998;49(326):1519-1528.

19. Keane E.M., Jones P.W. Effects of alien cytoplasm substitution on the response of wheat cultivars to Septoria nodorum. Ann. Appl. Biol. 1990;117:299-317.

20. Klimushina M.V., Divashuk M.G., Karlov G.I., Mokhammed T.A.K., Semenov O.G. Analysis of allelic state of genes responsible for baking properties in allocytoplas¬mic wheat hybrids. Russ. J. Genet. 2013;49(5):530-538. DOI 10.1134/S1022795413050074.

21. Liu C.G., Wu Y.W., Hou H., Zhang C., Zhang Y., McIntosh R.A. Value and utilization of alloplasmic com-mon wheats with Aegilops crassa cytoplasm. Plant Breed. 2002;121(5):407-410. DOI 10.1046/j.14390523.2002.755374.x.

22. Liu Y., Tang L., Xu Q., Ma D., Zhao M., Sun J., Chen W. Experimental and genomic evidence for the indica-type cytoplasmic effect in Oryza sativa L. ssp. japonica. J. In¬tegr. Agric. 2016;15(10):2183-2191. DOI 10.1016/S20953119(15)61190-X.

23. Mago R., Spielmeyer W., Lawrence G. Identification and mapping of molecular markers linked to rust resistance genes located on chromosome 1RS of rye using wheat-rye translocation lines. Theor. Appl. Genet. 2002;104(8):13171324. DOI 10.1007/s00122-002-0879-3.

24. Mukai Y., Gill B.S. Detection of barley chromatin added to wheat by genomic in situ hybridization. Genome. 1991;34(3):448-452. DOI 10.1139/g91-067.

25. Pershina L.A., Belova L.I., Devyatkina E.P., Numero¬va O.M., Shumny V.K. Efficiency of haploid plant raise by anther culturing and remote crossing of cereals. Fiziologi¬ya i Biokhimiya Kulturnykh Rasteniy = Physiology and Biochemistry of Cultivated Plants. 1999b;31(3):196-202. (in Russian)

26. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatki¬na E.P., Shumny V.K. The effect of the genotypic diversity of Hordeum vulgare L. and Triticum aestivum L. on the crossability and production of partially fertile barley-wheat hybrids. Russ. J. Genet. 1998;34(10):1156-1163.

27. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatkina E.P., Shumny V.K. Restoration of fertility in backcross progeny of barley–wheat hybrids Hordeum vulgare L. (2n = 14) × Triticum aestivum L. (2n = 42) in relation to wheat genotypes involved in backcrosses. Russ. J. Genet. 1999a;35(2):176-183.

28. Pershina L.A., Osadchaya T.S., Badaeva E.D., Belan I.A., Rosseeva L.P. Androgenesis in anther cultures of cultivars and a promising form of spring common wheat of West Siberia differing in the presence or absence of wheat-alien translocations. Russ. J. Genet.: Appl. Res. 2013;3(4): 246253. DOI 10.1134/S2079059713040096.

29. Pershina L.A., Trubacheeva N.V., Sinyavskaya M.G., Devyatkina E.P., Kravtsova L.A. Nuclear-cytoplasmic compatibility and the state of mitochondrial and chloro¬plast DNA regions in alloplasmic recombinant and introgressive lines (H. vulgare )-T. aestivum. Russ. J. Genet. 2014;50(10):1017-1024.

30. Pretorius Z.A., Singh R.P., Wagoire W.W., Payne T.S. Detection of virulence to wheat stem rust resis-tance gene Sr31 in Puccinia graminis f. sp. tritici in Uganda. Plant Dis. 2000;84(2):203. DOI 10.1094/PDIS.2000.84.2.203B.

31. Rabinovich S.V. Importance of wheat–rye translocations for breeding modern cultivar of Triticum aestivum L. Euphytica. 1998;100:323-340.

32. Schlegel R. Current List of Wheats with Rye and Alien Introgression. Version 05.16. 2018. Available at: http://www.rye-gene-map.de/rye-introgression

33. Semenov O.G., Divashuk M.G., Haitembu Gerhard Shangeshapwako, Mohammed Tawfeek Ahmed Kaid. DNA marker-assisted creation of allocytoplasmic wheat geno¬types with high gluten quality. Vestnik RUDN = Bulletin of Peoples’ Friendship University of Russia. 2016;1:7-14. (in Russian)

34. Semenov O.G., Mohammed Tawfeek Ahmed Kaid. Morphobiological characterization of genotypes of allocytoplasmic spring wheat forms according to their level of tolerance to drought stress. Vestnik RUDN = Bulletin of Peoples’ Friendship University of Russia. 2014;2:5-14. (in Russian)

35. Singh N.K., Shepherd K.W., McIntosh R.A. Linkage mapping of genes for resistance to leaf, steam and stripe rust and ω-secalins on the short arm of rye chromosome 1R. Theor. Appl. Genet. 1990;80(5):609-616. DOI 10.1007/BF00224219.

36. Soltani A., Kumar A., Mergoum M., Pirseyedi S.M., Hegstad J.B., Mazaheri M., Kianian S.F. Novel nuclear-cyto¬plasmic interaction in wheat (Triticum aestivum) induces vigorous plants. Funct. Integr. Genomics. 2016;16(2):171182. DOI 10.1007/s10142-016-0475-2.

37. Suzuki T., Nakamura C., Mori N., Kaneda C. Overexpression of mitochondrial genes in alloplasmic common wheat with a cytoplasm of wheatgrass (Agropyron trichophorum) showing depressed vigor and male sterility. Plant Mol. Biol. 1995;27(3):553-565.

38. Tahmasebi S., Heidari B., Pakniyat H., Dadkhodaie A. Consequences of 1BL/1RS translocation on agronomic and physiological traits in wheat. Cereal Res. Commun. 2015;43(4):554-566.

39. Talukder S.K., Vara Prasad P.V., Todd T., Babar M.A., Poland J., Bowden R., Fritz A. Effect of cytoplasmic diversity on post anthesis heat tolerance in wheat. Euphytica. 2015;204:383-394. DOI 10.1007/s10681-014-1350-7.

40. Tsunewaki K. Plasmon analysis as the counterpart of genome analysis. In: Jauhar P.P. (Ed.). Methods of Genome Analy¬sis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996;271-299.

41. Tsunewaki K. Fine mapping of the first multi-fertility-restoring gene, Rf multi, of wheat for three Aegilops plasmons, using 1BS 1RS recombinant lines. Theor. Appl. Genet. 2015;128:723-732. DOI 10.1007/s00122-015-2467-3.

42. Tsunewaki K. Fine mapping of the first multi-fertility-restoring gene, Rf multi, of wheat for three Aegilops plasmons, using 1BS 1RS recombinant lines. Theor. Appl. Genet. 2015;128:723-732. DOI 10.1007/s00122-015-2467-3.


Просмотров: 180


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2500-0462 (Print)
ISSN 2500-3259 (Online)