Разнообразие почвенных Alveolata в ненарушенной степи и агроценозах пшеницы при разной обработке почвы

Микроскопические эукариоты крайне важны для обеспечения качества почвы и функционирования экосистем. Однако сообщества почвенных микроэукариот менее изучены по сравнению с сообществами бактерий и грибов, особенно с применением методов высокопроизводительного секвенирования. Значимыми компонентами почвенных микробных сообществ являются альвеоляты, участвующие в ключевых процессах почвенных экосистем (разложение органического вещества, трансформация питательных элементов и др.). Цель работы заключалась в изучении разнообразия альвеолят в почве под ненарушенной степной растительностью и при возделывании пшеницы с помощью двух методов обработки почвы (традиционная вспашка и нулевая обработка) путем амплификации маркера ITS2 с праймерами ITS3_KYO2/ITS4 и последующего секвенирования ампликонов (Illumina MySeq). Всего идентифицировано 198 ОТЕ альвеолят, из которых 158 относились к типу Ciliophora и пяти его классам: Litostomatea, Spirotrichea, Oligohymenophorea, Nassophorea и Phyllopharyngea. Litostomatea и Phyllopharyngea оказались более обильны в почве под ненарушенной степной растительностью по сравненению с почвой под пшеницей обоих вариантов обработки. Богатство ОТЕ в верхнем слое ненарушенной почвы под степной растительностью было также заметно выше, чем в обоих вариатах возделываемых полей, которые четко отличались от степи и по β-биоразнообразию. Nassophorea и Spirotrichea положительно коррелировали с содержанием песка в ненарушенной и пахотной почве; в последней к ним присоединились Litostomatea. Данная работа представляет собой первое исследование разнообразия почвенных альвеолят с применением метода метабаркодирования. Выявленное воздействие землепользования на относительное обилие некоторых таксонов наряду с отсутствием влияния обработки почвы свидетельствует о важном значении количества и качества поступающего в почву растительного материала для формирования сообществ микроорганизмов, поедаемых инфузориями. Дальнейшие исследования с применением методолгии -омик и традиционных способов необходимы для лучшего понимания экологической роли инфузорий в частности и альвеолят в целом в сложной почвенной системе.

1. Abarenkov K., Zirk A., Piirmann T., Pöhönen R., Ivanov F., Nilsson R.H., Kõljalg U. UNITE USEARCH/UTAX release for Fungi. UNITE Community, 2021. DOI: 10.15156/BIO/1280276.

2. Abraham J.S., Sripoorna S., Dagar J., Jangra S., Kumar A., Yadav K., Singh S., Goyal A., Maurya S., Gambhir G., Toteja R., Gupta R., Singh D.K., El-Serehy H.A., Al-Misned F.A., Al-Farraj S.A., AlRasheid K.A., Maodaa S.A., Makhija S. Soil ciliates of the Indian Delhi Region: Their community characteristics with emphasis on their ecological implications as sensitive bio­indicators for soil quality. Saudi J. Biol. Sci. 2019;26(6):1305-1313. DOI: 10.1016/j.sjbs.2019.04.013.

3. Acosta­Mercado D., Lynn D.H. The edaphic quantitative protargol stain: A sampling protocol for assessing soil ciliate abundance and diversity. J. Microbiol. Meth. 2003;53(3):365-375. DOI: 10.1016/s0167­7012(03)00042­3.

4. Adl S.M., Acosta-Mercado D., Lynn D.H. Protozoa. In: Carter M.R., Gregorich E.G. (Eds.). Soil sampling and methods of analysis. 2nd ed. Boca Raton, USA: CRC Press, 2008;77-91.

5. Bamforth S. Proportions of active ciliate taxa in soils. Biol. Fertil. Soils. 2001;33:197-203. DOI: 10.1007/s003740000308.

6. Bardgett R.D., van der Putten W.H. Belowground biodiversity and ecosystem functioning. Nature. 2014;515(7528):505-511. DOI: 10.1038/nature13855.

7. Bates S.T., Clemente J.C., Flores G.E., Walters W.A., Parfrey L.W., Knight R., Fierer N. Global biogeography of highly diverse protistan communities in soil. ISME J. 2013;7(3):652-659. DOI: 10.1038/ismej.2012.147.

8. Bonkowski M. Protozoa and plant growth: the microbial loop in soil revisited. New Phytol. 2004;162(3):617-631. DOI: 10.1111/j.14698137.2004.01066.x.

9. Cappelli S.L., Domeignoz­Horta L.A., Loaiza V., Laine A.L. Plant biodiversity promotes sustainable agriculture directly and via belowground effects. Trends Plant Sci. 2022;27(7):674-687. DOI: 10.1016/j.tplants.2022.02.003.

10. Chaib De Mares M., Sipkema D., Huang S., Bunk B., Overmann J., van Elsas J.D. Host specificity for bacterial archaeal and fungal communities determined for high­ and low­microbial abundance sponge species in two genera. Front. Microbiol. 2017;8:2560. DOI: 10.3389/fmicb.2017.02560.

11. Choe Y­H., Kim M., Lee Y.K. Distinct microbial communities in adjacent rock and soil substrates on a high arctic polar desert. Front. Microbiol. 2021;11:607396. DOI: 10.3389/fmicb.2020.607396.

12. Coleman D. Through a ped darkly – an ecological assessment of root soil-microbial-faunal interactions. In: Fitter A.H., Atkinson D., Read D.J., Usher M.B. (Eds). Ecological interactions in the soil: plants microbes and animals. Oxford: Blackwell Science Publication, 1985;1-21.

13. Edgar R.C. UPARSE: highly accurate OTU sequences from microbial amplicon reads. Nat. Methods. 2013;10(10):996-998. DOI: 10.1038/nmeth.2604.

14. Ekelund F., Frederiksen H.B., Rønn R. Population dynamics of active and total ciliate populations in arable soil amended with wheat. Appl. Environ. Microbiol. 2002;68(3):1096-1101. DOI: 10.1128/AEM.68.3.1096­1101.2002.

15. Fadrosh D.W., Ma B., Gajer P., Sengamalay N., Ott S., Brotman R.M., Ravel J. An improved dual­indexing approach for multiplexed 16S rRNA gene sequencing on the Illumina MiSeq platform. Microbiome. 2014;2:6. Available at: https://microbiomejournal.biomed central.com/articles/10.1186/2049­2618­2­6

16. Geisen S., Tveit A.T., Clark I.M., Richter A., Svenning M.M., Bonkowski M., Urich T. Metatranscriptomic census of active protists in soils. ISME J. 2015;9:2178-2190. DOI: 10.1038/ismej.2015.30.

17. Geisen S., Mitchell E.A.D., Adl S., Bonkowski M., Dunthorn M., Ekelund F., Fernández L.D., Jousset A., Krashevska V., Singer D., Spiegel F.W., Walochnik J., Lara E. Soil protists: a fertile frontier in soil biology research. FEMS Microbiol. Rev. 2018;42(3):293-323. DOI: 10.1093/femsre/fuy006.

18. Gong J., Dong J., Liu X., Massana R. Extremely high copy numbers and polymorphisms of the rDNA operon estimated from single cell analysis of oligotrich and peritrich ciliates. Protist. 2013;164(3): 369­379. DOI: 10.1016/j.protis.2012.11.006.

19. Hammer O., Harper D.A.T., Ryan P.D. PAST: paleontological statistics software package for education and data analysis. Palaeontologia Electronica. 2001;4:9. Available at: https://palaeo-electronica.org/2001_1/past/past.pdf

20. Harkes P., Suleiman A.K.A., van den Elsen S.J.J., de Haan J.J., Holterman M., Kuramae E.E., Helder J. Conventional and organic soil management as divergent drivers of resident and active fractions of major soil food web constituents. Sci. Rep. 2019;9(1):13521. DOI: 10.1038/s41598-019-49854-y.

21. Hughes J.B., Hellmann J.J. The Application of Rarefaction Techniques to Molecular Inventories of Microbial Diversity. Me thods Enzymol. 2005;397:292-308. DOI: 10.1016/S0076-6879(05)97017-1.

22. Jia T., Liang X., Guo T., Chai B. Impact of nutrients on protozoa community diversity and structure in litter of two natural grass species in a copper tailings dam China. Microorganisms. 2021;9(11):2250. DOI: 10.3390/microorganisms9112250.

23. Jiang C., Liu B., Zhang J., Gu S., Liu Z.,Wang X., Chen K., Xiong J., Lu Y., Miao W. Diversity and seasonality dynamics of ciliate communities in four estuaries of Shenzhen China (South China Sea). J. Mar. Sci. Eng. 2021;9(3):260. DOI: 10.3390/jmse9030260.

24. Kryukov V.Y., Kosman E., Tomilova O., Polenogova O., Rotskaya U., Tyurin M., Alikina T., Yaroslavtseva O., Kabilov M., Glupov V. Interplay between fungal infection and bacterial associates in the wax moth Galleria mellonella under different temperature conditions. J. Fungi (Basel). 2020;6(3):170. DOI: 10.3390/jof6030170.

25. Kuikman P.J., Jansen A.G., Veen J.A., Zehnder A.J.B. Protozoan predation and the turnover of soil organic carbon and nitrogen in the presence of plants. Biol. Fertil Soils. 1990;10:22-28. DOI: 10.1007/bf00336120.

26. Lara E., Berney C., Harms H., Chatzinotas A. Cultivation-independent analysis reveals a shift in ciliate 18S rRNA gene diversity in a polycyclic aromatic hydrocarbon­polluted soil. FEMS Microbiol. Ecol. 2007;62(3):365-373. DOI: 10.1111/j.1574-6941.2007.00387.x.

27. Li J., Li M.­G., Yang J., Ai Y., Xu R.­L. Community characteristics of soil ciliates at Baiyun Mountain, Guangzhou, China. Zool. Stud. 2010;49(6):713-723. Available at: https://zoolstud.sinica.edu.tw/journals/49.6/713.pdf

28. Liu K.L., Porras-Alfaro A., Kuske C.R., Eichorst S.A., Xie G. Accurate rapid taxonomic classification of fungal large-subunit rRNA genes. Appl. Environ. Microbiol. 2012;78(5):1523-1533. DOI: 10.1128/AEM.06826-11.

29. Liu H., Ning Y., Yang Y., Yang H., Wang L., Chen L., Wanma Y., Shen X. Use of ciliate communities for monitoring ecological restoration of grain for the green in north­western China. Soil Ecol. Lett. 2022;4:264-275. DOI: 10.1007/s42832-021-0105-3.

30. Lüftenegger G., Foissner W., Adam H. r­ and K­selection in soil ciliates: a field and experimental approach. Oecologia. 1985;66(4): 574-579. DOI: 10.1007/BF00379352.

31. Lynn D.H. Ciliophora. In: Archibald J., Simpson A., Slamovits C. (Eds.). Handbook of the Protists. USA: Springer: Cham, 2017;679730. DOI: 10.1007/978­3­319­28149­0_23.

32. Müller H., Achilles-Day U.E., Day J.G. Tolerance of the resting cysts of Colpoda inflata (Ciliophora Colpodea) and Meseres corlissi (Ciliophora Spirotrichea) to desiccation and freezing. Eur. J. Protistol. 2010;46(2):133-142. DOI: 10.1016/j.ejop.2009.12.004.

33. Naumova N., Barsukov P., Baturina O., Rusalimova O., Kabilov M. Soil Mycobiome Diversity under Different Tillage Practices in the South of West Siberia. Life (Basel). 2022;12(8):1169. DOI: 10.3390/life12081169.

34. Oshima T., Shinohara Y., Asakawa S., Murase J. Susceptibility and resilience of the soil ciliate community to high temperatures. Soil Sci. Plant Nutr. 2020;66(6):870­877. DOI: 10.1080/00380768.2020.1819148.

35. Pastorelli R., Cucu M.A., Lagomarsino A., Paletto A., De MeoI. Analysis of Ciliate Community Diversity in Decaying Pinus nigra Logs. Forests. 2022;13(5):642. DOI: 10.3390/f13050642.

36. Ritter C.D., Machado A.F., Ribeiro K.F., Dunthorn M. Metabarcoding advances for ecology and biogeography of Neotropical protists: what do we know, where do we go? Biota Neotropica. 2021; 21(4):e20211214. DOI: 10.1590/1676-0611-BN-2021-1214.

37. Seppey C.V.W., Broennimann O., Buri A., Yashiro Pinto‐Figueroa E., Singer D., Blandenier Q., Mitchell E.A.D., Niculita‐Hirzel H., Guisan A., Lara E. Soil protist diversity in the Swiss western Alps is better predicted by topo­climatic than by edaphic variables. J. Biogeogr. 2020;47(4):866-878. DOI: 10.1111/jbi.13755.

38. Subphylum 2. INTRAMACRONUCLEATA: Class 1. SPIROTRICHEA – Ubiquitous and Morphologically Complex. In: Lynn D.H. (Ed.) The Ciliated Protozoa. Dordrecht: Springer, 2010;141-173. DOI: 10.1007/978­1­4020­8239­9_7.

39. Ting L.T., King W.S., Hong L.W., Ali S.R.A. Diversity of soil protozoa (ciliates) in oil palm plantation at Sungai Asap Sarawak. In: Proceedings of the Third International Plantation Industry Conference and Exhibition. Kota Kinabalu, Sabah, Malaysia, 2012;5.

40. Ting L.T., King W.S., Hong L.W., Ali S.R.A. New combination of primer pairs for PCR-DGGE detection of soil ciliates. Malays. Appl. Biol. 2015;44:67-72.

41. Tribun M., Panov A., Nikitina L. Fauna of ciliates (Alveolata Ciliophora) of the southern part of the Russian Far East. Protistology. 2022; 16(2):109-121. DOI: 10.21685/1680-0826-2022-16-2-5.

42. Venter P.C., Nitsche F., Scherwass A., Arndt H. Discrepancies between molecular and morphological databases of soil ciliates studied for temperate grasslands of Central Europe. Protist. 2018;169(4):521538. DOI: 10.1016/j.protis.2018.04.001.

43. Vd’ačný P., Bourland W.A., Orsi W., Epstein S..S., Foissner W. Genealogical analyses of multiple loci of litostomatean ciliates (Protista Ciliophora Litostomatea). Mol. Phyl. Evol. 2012;65(2):397-411. DOI: 10.1016/j.ympev.2012.06.024.

44. Wang Y., Wang C., Jiang Y., Katz L.A., Gao F., Yan Y. Further analyses of variation of ribosome DNA copy number and polymorphism in ciliates provide insights relevant to studies of both molecular ecology and phylogeny. Sci. China Life Sci. 2019;62(2):203-214. DOI: 10.1007/s11427-018-9422-5.

45. World Reference Base for Soil Resources 2014, update 2015. International soil classification system for naming soils and creating legends for soil maps. IUSS Working Group WRB. Rome: FAO, 2015.

46. Zhao F., Xu K., Zhang D. Spatio­temporal variations in the molecular diversity of microeukaryotes in particular ciliates in soil of the Yellow River delta China. J. Eukaryotic Microbiol. 2013;60(3): 282-290. DOI: 10.1111/jeu.12035.

47. Zhao Z.B., He J.Z., Geisen S., Han L.L., Wang J.T., Shen J.P., Wei W.X., Fang Y.T., Li P.P., Zhang L.M. Protist communities are more sensitive to nitrogen fertilization than other microorganisms in diverse agricultural soils. Microbiome. 2019;7(1):33. DOI: 10.1186/s40168019­0647­0.

48. Zou S., Fu R., Deng H., Zhang Q., Gentekaki E., Gong J. Coupling between ribotypic and phenotypic traits of protists across life cycle stages and temperatures. Microbiol. Spectr. 2021;9(3):e0173821. DOI: 10.1128/Spectrum.01738­21.