Изучение влияния транслокации T2DL.2DS-2SS и замещения 5S(5D) от Aegilops speltoides на селекционно-ценные признаки мягкой пшеницы

Использование генофонда диких сородичей для расширения генетического разнообразия мягкой пшеницы является актуальным направлением селекции. Однако практическое применение линий мягкой пшеницы с чужеродным генетическим материалом сдерживается ввиду отсутствия информации о хромосомных перестройках и их влиянии на важные хозяйственные признаки. Целью настоящей работы было изучение 14 интрогрессивных линий с транслокацией T2DL.2DS-2SS и замещением 5S(5D) от Aegilops speltoides, полученных от скрещивания сортов мягкой пшеницы Аврора, Краснодарская 99, Ника Кубани с геномно-замещенной синтетической формой Авродес (BBAASS). Гибридные линии с различным сочетанием транслокаций T2DL.2DS-2SS и T1BL.1RS и замещения 5S(5D) были охарактеризованы по устойчивости к листовой и желтой ржавчинам, компонентам продуктивности и технологическим качествам зерна. Оценка устойчивости сортов к ржавчинным болезням показала, что Краснодарская 99, Ника Кубани и сорт Аврора (носитель транслокации T1BL.1RS) высоковосприимчивы к болезням, тогда как наличие транслокации T2DL.2DS-2SS и замещения 5S(5D) как совместно, так и по отдельности обеспечивает устойчивость линий к грибным патогенам. Анализ линий с помощью маркеров, разработанных для известных генов устойчивости от Ae. speltoides, не выявил в линиях присутствия генов Lr28, Lr35 и Lr51. Полученные результаты позволяют предположить, что генетический материал Ae. speltoides в хромосомах 2D и 5D содержит новые гены устойчивости. Для определения влияния транслокации T2DL.2DS-2SS и замещения 5S(5D) на продуктивность и технологические качества зерна проведено изучение линий по массе 1000 зерен, массе зерна и количеству колосьев с 1 м², содержанию белка и клейковины, качеству клейковины и общей хлебопекарной оценке. Установлен положительный эффект по массе 1000 зерен, содержанию белка и клейковины. По остальным признакам существенных различий не найдено. Транслокация T2DL.2DS-2SS и замещение 5S(5D) не оказывают негативного влияния на продуктивность и технологические качества зерна и представляют интерес для селекционной практики.

1. Adonina I.G., Petrash N.V., Timonova E.M., Khristov Yu.A., Salina E.A. Construction and study of leaf rust resistant common wheat lines with translocations of Aegilops speltoides Tausch. Genetic material. Russ. J. Genet. 2012;48(4):404¬409. https://doi.org/10.1134/S1022795412020020

2. Badaeva E.D., Badaev N.S., Gill B.S., Filatenko A.A. Intraspecific karyotype divergence in Triticum araraticum (Poaceae). Plant Syst. Evol. 1994;192(1):117-145. https://doi.org/10.1007/BF00985912

3. Badaeva E.D., Friebe B., Gill B.S. Genome differentiation in Aegilops. 1. Distribution of highly repetitive DNA sequence on chromosomes of diploid species. Genome. 1996;39(2):293¬306. https://doi.org/10.1139/g96-040

4. Bedbrook J.R., Jones J., O’Dell M., Thompson R.D., Flavell R.B. A molecular description of telomeric heterochromatin in Secale species. Cell. 1980;19(2):545-560. https://doi.org/10.1016/0092-8674(80)90529-2

5. Brevis J.C., Chicaiza O., Khan I.A., Jackson L., Morris C.F., Dubcovsky J. Agronomic and quality evaluation of common wheat nearisogenic lines carrying the leaf rust resistance gene Lr47. Crop Sci. 2008;48(4):1441¬1451. https://doi.org/10.2135/cropsci2007.09.0537

6. Cherukuri D.P., Gupta S.K., Charpe A., Koul S., Prabhu K.V., Singh R.B., Haq Q.M.R. Molecular mapping of Aegilops speltoides derived leaf rust resistance gene Lr28 in wheat. Euphytica. 2005; 143:19¬26. https://doi.org/10.1007/s10681-005-1680-6

7. Davoyan E.R., Davoyan R.O., Bebyakina I.V., Davoyan O.R., Zubanova Yu.S., Kravchenko A.M., Zinchenko A.N. Identification of a leaf¬rust resistance gene in species of Aegilops L., synthetic forms, and introgression lines of common wheat. Russ. J. Genet.: Appl. Res. 2012;2(4):325¬329. https://doi.org/10.1134/S2079059712040041

8. Davoyan R.O., Bebyakina I.V., Davoyan O.R., Zinchenko A.N., Davoyan E.R., Kravchenko A.M., Zubanova Y.S. The use of synthetic forms in the preservation and exploitation of the gene pool of wild common wheat relatives. Russ. J. Genet.: Appl. Res. 2012;2(6):480¬485. https://doi.org/10.1134/S2079059712060044

9. Davoyan R.O., Bebyakina I.V., Davoyan E.R., Mikov D.S., Badaeva E.D., Adonina I.G., Salina E.A., Zinchenco A.N., Zubanova Y.S. Use of a synthetic form Avrodes for transfer of leaf rust resistance from Aegilops speltoides to common wheat. Vavilovskii Zhurnal Ge netiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2017; 21(6):663¬670. https://doi.org/10.18699/VJ17.284 (in Russian)

10. Davoyan R.O., Bebyakina I.V., Davoyan E.R., Zinchenko A.N., Zubanova Yu.S., Badaeva E.D. Use of synthetic forms for common wheat improvement. Risovodstvo = Rice Growing. 2018;3(40):47¬53 (in Russian)

11. Dvorak J. Genetic variability in Aegilops speltoides affecting on homoelogous pairing in wheat. Can. J. Genet. Cytol. 1972;14(2):133¬141. https://doi.org/10.1139/g72-046

12. Friebe B., Jiang J., Raupp W.J., McIntosh R.A., Gill B.S. Characterization of wheat-alien translocations conferring resistance to diseases and pests: current status. Euphytica. 1996;91:59¬87. https://doi.org/10.1007/BF00035277

13. Gasner G., Straib U.W. Weitere Untersuchungen uber die Spezialisierung sverhaltnissedes Gelbrostes Puccinia glumarum (Schm.) Erikss. u. Henn. Arb. Boil. Reichsanstalt. 1934;21:121¬145

14. Helguera M., Vanzetti L., Soria M., Khan I.A., Kolmer J., Dubcovsky J. PCR markers for Triticum speltoides leaf rust resistance gene Lr51 and their use to develop isogenic hard red spring wheat lines. Crop Sci. 2005;45(2):728¬734. https://doi.org/10.2135/cropsci2005.0728

15. Hoffmann B. Alteration of drought tolerance of winter wheat caused by translocation of rye chromosome segment 1RS. Cereal Res. Comm. 2008;36:269-278. https://doi.org/10.1556/CRC.36.2008.2.7

16. Kerber E.R., Dyck P.L. Transfer to hexaploid wheat of linked genes for adult-plant leaf rust and seedling stem rust resistance from an amphiploid of Aegilops speltoides × Triticum monococcum. Genome. 1990;33(4):530¬537. https://doi.org/10.1139/g90-07

17. Knott D.R. Transferring alien genes to wheat. In: Heyne E.G. (Ed.). Wheat and Wheat Improvement. American Society of Agronomy. Madison, WI, USA, 1987;462¬471

18. Lapochkina I.F., Grishina E.E., Vishnyakova Kh.S., Pukhalskiy V.A., Solomatin D.A., Serezhkina G.V. Common wheat lines with genetic material from Aegilops speltoides Tausch. Russ. J. Genet. 1996; 32(12):1438¬1442

19. Leonova I.N. Influence of alien genetic material on the manifestation of agronomically important traits of common wheat (T. aestivum L.). Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2018;22(3):321¬328. https://doi.org/10.18699/VJ18.367 (in Russian)

20. Leonova I.N., Budashkina E.B. The study of agronomical traits determining productivity of Triticum aestivum/Triticum timopheevii introgression lines with resistance to fungal diseases. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2016;20(3):311¬319. https://doi.org/10.18699/VJ16.120 (in Russian)

21. Mains E.B., Jakson H.S. Physiologic specialization in leaf rust of wheat, Puccinia triticiana Erikss. Phytopatology. 1926;16:89¬120

22. Manisterski A., Segal A., Lev A.A., Feeldman M. Evaluation of Israel Aegilops and Agropyron species for resistance to wheat leaf rust. Plant Disease. 1988;72(11):941¬944. https://doi.org/10.1094/PD-72-0941

23. McIntosch R.A., Wellings C.R., Park R.F. Wheat Rust: an Atlas of Resistance Genes. Australia: CSIRO Publ., 1995

24. McIntosh R.A., Yamazaki Y., Dubovsky J., Rogers J., Morris C., Appels R., Xia X.C. Catalogue of Gene Symbols for Wheat. 2013. Available at: http://shigen.nig.ac.jp/wheat/komugi/genes

25. Methodology of State Variety Testing of Agricultural Crops. Moscow, 1988 (in Russian)

26. Peterson R.F., Cambell A.B., Hannah A.E. A diagrammatic scale for estimating rust intensity of leaves and stem of cereals. Can. J. Res. 1948;26(5):496¬500. https://doi.org/10.1139/cjr48c-033

27. Petrash N.V., Leonova I.N., Adonina I.G., Salina E.A. Effect of trans-locations from Aegilops speltoides Tausch on resistance to fungal diseases and productivity in common wheat. Russ. J. Genet. 2016; 52(12):1253¬1262. https://doi.org/10.1134/S1022795416120097

28. Plaschke J., Ganal M.W., Röder M.S. Detection of genetic diversity in closely related bread wheat using microsatellite markers. Theor. Appl. Genet. 1995;91(6-7):1001¬1007. https://doi.org/10.1007/BF00223912

29. Rayburn A.L., Gill B.S. Isolation of a D¬genome specific repeated DNA sequence from Aegilops squarrosa. Plant Mol. Biol. Rep. 1986;4: 102¬109. https://doi.org/10.1007/BF02732107

30. Salina E., Adonina I., Vatolina T., Kurata N. A comparative analysis of the composition and organization of two subtelomeric repeat families in Aegilops speltoides Tausch. and related species. Genetics. 2004;122(3):227¬237. https://doi.org/10.1007/s10709-004-5602-7

31. Salina E.A., Lim Y.K., Badaeva E.D., Shcherban A.B., Adonina I.G., Amosova A.V., Samatadze T.E., Vatolina T.Yu., Zoshchuk S.A., Leitch A.A. Phylogenetic reconstruction of Aegilops section Sitopsis and the evolution of tandem repeats in the diploids and derived wheat polyploids. Genome. 2006;49(8):1023¬1035. https://doi.org/10.1139/G06-050

32. Schneider A., Linc G., Molnar¬Lang M. Fluorescence in situ hybridization polymorphism using two repetitive DNA clones in different cultivars of wheat. Plant Breed. 2003;122(5):396¬400. https://doi.org/10.1046/j.1439-0523.2003.00891

33. Sibikeev S.N., Voronina S.A., Badaeva E.D., Druzhin A.E. Study of resistance to leaf and stem rusts in Triticum aestivum-Aegilops speltoides lines. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii = Vavilov Journal of Genetics and Breeding. 2015;19(2):165¬170 (in Russian)

34. Song W., Xie H., Liu Q., Xie C., Ni Z., Yang T., Sun Q., Liu Z. Molecular identification of Pm12 carrying introgression lines in wheat using genomic and EST¬SSR markers. Euphytica. 2007;158:95¬102. https://doi.org/10.1007/s10681-007-9432-4

35. Volkova G.V., Matveeva I.P., Kudinova O.A. Virulence of the wheat stripe rust pathogene populationin the North¬Caucasus region of Russia. Mikologiya i Fitopatologiya = Mycology and Phytopathology. 2020;54(1):33¬41. https://doi.org/10.31857/s0026364820010110 (in Russian)

36. Zhirov E.G., Ternovskaya T.K. The genome engineering in wheat. Vestnik Sel’skokhozyaystvennoy Nauki = Herald of Agricultural Science. 1984;10:58¬66 (in Russian)