Preview

Вавиловский журнал генетики и селекции

Расширенный поиск

Молекулярно-генетическая и морфологическая характеристика Micractinium thermotolerans и M. inermum (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) из пирокластических отложений полуострова Камчатка (Россия)

https://doi.org/10.18699/vjgb-24-79

Аннотация

В ходе исследования разнообразия водорослей пирокластических отложений вулканов Шивелуч и Горелый (полуостров Камчатка) были выделены Chlorella-подобные штаммы зеленых водорослей VCA-72 и VCA-93 из проб, отобранных вдоль русла р. Байдарная на вулкане Шивелуч и на выходе термальных паров по краю кальдеры на южном склоне вулкана Горелый в 2018 и 2020 гг. соответственно. Идентификация штаммов выполнялась в рамках комплексного подхода микроскопическими и молекулярно-генетическими методами, включающими предварительную идентификацию, получение нуклеотидных последовательностей малой субъединицы и внутреннего транскрибируемого спейсера рРНК, построение филогенетических деревьев и вторичных структур участков ITS1 и ITS2 рРНК. На филогенетическом древе штамм VCA-93 кластеризовался в видовой кладе Micractinium thermotolerans. При сравнении моделей спиральных доменов ITS1 и ITS2 у M. thermotolerans различий не выявлено. Штамм VCA-72 занимал базальное положение в кладе M. inermum. Модели вторичной структуры спиралей штамма VCA-72 в целом были сходны с моделями для M. inermum, однако отмечена внутривидовая вариабельность, обусловленная в основном заменами в верхушечных и боковых петлях. В спиральных участках исследуемых штаммов M. inermum обнаружено пять замен hCBC, тогда как замен CBC обнаружено не было. Детальный анализ морфологии и жизненного цикла позволил выявить в стареющих культурах клетки, которые по размеру значительно превышают вегетативные и имеют грушевидную, овальную и эллипсоидную формы с неглубоким широким сужением в центре. Также в стареющих культурах обоих видов были выявлены клетки с бесцветными липидными каплями. Способность синтезировать и накапливать липиды говорит о большом потенциале штаммов для производства биодизельного топлива. Обзор местообитаний предыдущих и новых находок позволяет сделать вывод об экологической пластичности исследуемых видов. Полученные результаты дополняют сведения о биогеографии видов: M. inermum обнаружен впервые на территории России, а M. thermotolerans – на полуострове Камчатка.

Об авторах

Р. З. Сущенко
Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии Дальневосточного отделения Российской академии наук
Россия

Владивосток



В. Ю. Никулин
Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии Дальневосточного отделения Российской академии наук
Россия

Владивосток



В. Б. Багмет
Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии Дальневосточного отделения Российской академии наук
Россия

Владивосток



А. Ю. Никулин
Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии Дальневосточного отделения Российской академии наук
Россия

Владивосток



Список литературы

1. Abdullin Sh.R., Nikulin A.Yu., Bagmet V.B., Nikulin V.Yu., Goncharov A.A. New cyanobacterium Aliterella vladivostokensis sp. nov. (Aliterellaceae, Chroococcidiopsidales), isolated from temperate monsoon climate zone (Vladivostok, Russia). Phytotaxa. 2021;517: 221-233. DOI 10.11646/phytotaxa.527.3.7

2. Abou-Shanab R.A.I., El-Dalatony M.M., El-Sheekh M.M. Cultivation of a new microalga, Micractinium reisseri, in municipal wastewater for nutrient removal, biomass, lipid, and fatty acid production. Biotechnol. Bioprocess Eng. 2014;19:510-518. DOI 10.1007/s12257- 013-0485-z

3. Akaike H. A new look at the statistical model identification. IEEE Trans. Autom. Control. 1974;19:716-723. DOI 10.1109/TAC.1974.1100705

4. Andersen R.A. Algal Culturing Techniques. New York: Elsevier Acad. Press, 2005

5. Andreyeva V.M. Soil and Aerophilic Green Algae (Chlorophyta: Tetrasporales, Chlorococcales, Chlorosarcinales). St. Petersburg: Nauka Publ., 1998 (in Russian)

6. Banskota A.H., Hui J.P.M., Jones A., McGinn P.J. Characterization of neutral lipids of the oleaginous alga Micractinum inermum. Molecules. 2024;29:359. DOI 10.3390/molecules29020359

7. Bonfield J.K., Smith K.F., Staden R. A new DNA sequence assembly program. Nucleic Acids Res. 1995;23(24):4992-4999. DOI 10.1093/nar/23.24.4992

8. Bouarab L., Dauta A., Loudiki M. Heterotrophic and mixotrophic growth of Micractinium pusillum Fresenius in the presence of acetate and glucose: effect of light and acetate gradient concentration. Water Res. 2004;38(11):2706-2712. DOI 10.1016/j.watres.2004.03.021

9. Caisová L., Marin B., Melkonian M. A consensus secondary structure of ITS2 in the Chlorophyta identified by phylogenetic reconstruction. Protist. 2013;164(4):482-496. DOI 10.1016/j.protis.2013.04.005

10. Chae H., Lim S., Kim H.S., Choi H.G., Kim J.H. Morphology and phylogenetic relationships of Micractinium (Chlorellaceae, Trebouxiophyceae) taxa, including three new species from Antarctica. Algae. 2019;34(4):267-275. DOI 10.4490/algae.2019.34.10.15

11. Coleman A.W. The significance of a coincidence between evolutionary landmarks found in mating affinity and a DNA sequence. Protist. 2000;151(1):1-9. DOI 10.1078/1434-4610-00002

12. Coleman A.W. Nuclear rRNA transcript processing versus internal transcribed spacer secondary structure. Trends Genet. 2015;31(3):157- 163. DOI 10.1016/j.tig.2015.01.002

13. Darienko T., Pröschold T. Reevaluation and discovery of new species of the rare genus Watanabea and establishment of Massjukichlorella gen. nov. (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) using an integrative approach. J. Phycol. 2019;55:493-499. DOI 10.1111/jpy.12830

14. Darriba D., Taboada G., Doallo R., Posada D. jModelTest 2: more models, new heuristics and parallel computing. Nat. Methods. 2012;9: 772. DOI 10.1038/nmeth.2109

15. Darty K., Denise A., Ponty Y. VARNA: interactive drawing and editing of the RNA secondary structure. Bioinformatics. 2009;25:1974- 1975. DOI 10.1093/bioinformatics/btp250

16. Dickinson K.E., Lalonde C.G., McGinn P.J. Effects of spectral light quality and carbon dioxide on the physiology of Micractinium inermum: growth, photosynthesis, and biochemical composition. J. Appl. Phycol. 2019;31:3385-3396. DOI 10.1007/s10811-019-01880-z

17. Echt C.S., Erdahl L.A., McCoy T.J. Genetic segregation of random amplified polymorphic DNA in diploid cultivated alfalfa. Genome. 1992;35(1):84-87. DOI 10.1139/g92-014

18. Fernandes B., Teixeira J., Dragone G., Vicente A.A., Kawano S., Bišová K., Vítová M. Relationship between starch and lipid accumulation induced by nutrient depletion and replenishment in the microalga Parachlorella kessleri. Bioresour. Technol. 2013;144:268-274. DOI 10.1016/j.biortech.2013.06.096

19. Fresenius G. Beiträge zur Kenntniss mikrokopischer Organismen. Abh. Senckenberg. Naturforsch. Ges. 1858;2(2):211-242. DOI 10.5962/bhl.title.2137

20. Galtier N., Gouy M., Gautier C. Seaview and phylo-win: two graphic tools for sequence alignment and molecular phylogeny. Comput. Appl. Biosci. 1996;12:543-548. DOI 10.1093/bioinformatics/12.6.543

21. Ganuza E., Sellers C.E., Bennett B.W., Carney L.T. A novel treatment protects Chlorella at commercial scale from the predatory bacterium Vampirovibrio chlorellavorus. Front. Microbiol. 2016;7:188348. DOI 10.3389/fmicb.2016.00848

22. Goka K., Yokoyama J., Une Y., Kuroki T., Suzuki K., Nakahara M., Kobayashi A., Inaba S., Mizutani T., Hyatt A.D. Amphibian chytridiomycosis in Japan: distribution, haplotypes and possible route of entry into Japan. Mol. Ecol. 2009;18(23):4757-4774. DOI 10.1111/j.1365-294X.2009.04384.x

23. Gollerbah M.M., Shtina E.A. Soil Algae. St. Petersburg: Nauka Publ., 1969 (in Russian)

24. Guiry M.D., Guiry G.M. AlgaeBase. World-wide electronic publication, National University of Ireland, Galway. (Cited on April 15, 2024). Available from: http://www.algaebase.org

25. Ho S.H., Chen C.Y., Chang J.S. Effect of light intensity and nitrogen starvation on CO2 fixation and lipid/carbohydrate production of an indigenous microalga Scenedesmus obliquus CNW-N. Bioresour. Technol. 2012;113:244-252. DOI 10.1016/j.biortech.2011.11.133

26. Hoef-Emden K., Melkonian M. Revision of the genus Cryptomonas (Cryptophyceae): a combination of molecular phylogeny and mor- phology provides insights into a long-hidden dimorphism. Protist. 2003;154:371-409. DOI 10.1078/143446103322454130

27. Hong J.W., Jo S.-W., Cho H.-W., Nam S.W., Shin W., Park K.M., Lee K.I., Yoon H.-S. Phylogeny, morphology, and physiology of Micractinium strains isolated from shallow ephemeral freshwater in Antarctica. Phycol. Res. 2015;63:212-218. DOI 10.1111/pre.12097

28. Hoshina R., Fujiwara Y. Molecular characterization of Chlorella cultures of the National Institute for Environmental Studies culture collection with description of Micractinium inermum sp. nov., Didymogenes sphaerica sp. nov., and Didymogenes soliella sp. nov. (Chlorellaceae, Trebouxiophyceae). Phycol. Res. 2013;31:124-132. DOI 10.1111/pre.12010

29. Huelsenbeck J.P., Ronquist F. MRBAYES: Bayesian inference of phylogenetic trees. Bioinformatics. 2001;17:754-755. DOI 10.1093/bioinformatics/17.8.754

30. Kim I., Yang H.-M., Park C.W., Yoon I.-H., Seo B.-K., Kim E.-K., Ryu B.-G. Removal of radioactive cesium from an aqueous solution via bioaccumulation by microalgae and magnetic separation. Sci. Rep. 2019;9:10149. DOI 10.1038/s41598-019-46586-x

31. Knothe G. Improving biodiesel fuel properties by modifying fatty ester composition. Energy Environ. Sci. 2009;2:2759-2766. DOI 10.1039/B903941D

32. Komárek J., Fott B. Chlorophyceae (Grünalgen). Ordnung Chlorococcales. In: Huber-Pestalozzi G. (Ed.) Das Phytoplankton des Süsswassers. 7. Teil. 1. Stuttgart: Schweizerbart‘sche Verlagsbuchhandlung, 1983;1-1044

33. Komárek J., Kaštovský J., Mareš J., Johansen J.R. Taxonomic classification of cyanoprokaryotes (cyanobacterial genera), using a polyphasic approach. Preslia. 2014;86(4):295-335

34. Kozlov A.M., Darriba D., Flouri T., Morel B., Stamatakis A. RAxMLNG: a fast, scalable and user-friendly tool for maximum likelihood phylogenetic inference. Bioinformatics. 2019;35:4453-4455. DOI 10.1093/bioinformatics/btz305

35. Krivina E., Sinetova M., Savchenko T., Degtyaryov E., Tebina E., Temraleeva A. Micractinium lacustre and M. thermotolerans spp. nov. (Trebouxiophyceae, Chlorophyta): taxonomy, temperature-dependent growth, photosynthetic characteristics and fatty acid composition. Algal Res. 2023;71:103042. DOI 10.1016/j.algal.2023.103042

36. López-García P., Philippe H., Gail F., Moreira D. Autochthonous eukaryotic diversity in hydrothermal sediment and experimental microcolonizers at the Mid-Atlantic Ridge. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003;100:697-702. DOI 10.1073/pnas.0235779100

37. Luo W., Krienitz L., Pflugmacher S., Walz N. Genus and species concept in Chlorella and Micractinium (Chlorophyta, Chlorellaceae): genotype versus phenotypical variability under ecosystem conditions. SIL Proceedings. 2005;29(1):170-173. DOI 10.1080/03680770.2005.11901988

38. Luo W., Pflugmacher S., Pröschold T., Walz N., Krienitz L. Genotype versus phenotype variability in Chlorella and Micractinium (Chlorophyta, Trebouxiophyceae). Protist. 2006;157:315-333. DOI 10.1016/j.protis.2006.05.006

39. Marin B., Klingberg M., Melkonian M. Phylogenetic relationships among the Cryptophyta: analyses of nuclear-encoded SSU rRNA sequences support the monophyly of extant plastid-containing lineages. Protist. 1998;149:265-276. DOI 10.1016/S1434-4610(98)70033-1

40. Marin B., Palm A., Klingberg M., Melkonian M. Phylogeny and taxonomic revision of plastid-containing euglenophytes based on SSU rDNA sequence comparisons and synapomorphic signatures in the SSU rRNA secondary structure. Protist. 2003;154:99-145. DOI 10.1078/143446103764928521

41. McFadden G.I., Melkonian M. Use of Hepes buffer for microalgal culture media and fixation for electron microscopy. Phycologia. 1986; 25:551-557. DOI 10.2216/i0031-8884-25-4-551.1

42. Mikhailyuk T., Lukešová A., Glaser K., Holzinger A., Obwegeser S., Nyporko S., Friedl T., Karsten U. New taxa of streptophyte algae (Streptophyta) from terrestrial habitats revealed using an integrative approach. Protist. 2018;169:406-431. DOI 10.1016/j.protis.2018.03.002

43. Nikulin V.Yu., Nikulin A.Yu., Gontcharov A.A., Bagmet V.B., Abdullin Sh.R. Oogamochlamys kurilensis sp. nov. (Chlorophyta, Volvocales) from the soils of Iturup Island (Sakhalin Region, Russia). Plants. 2023;12:3350. DOI 10.3390/plants12193350

44. Onay M., Sonmez C.A., Oktem H., Yücel M. Thermo-resistant green microalgae for effective biodiesel production: isolation and characterization of unialgal species from geothermal flora of Central Anatolia. Bioresour. Technol. 2014;169:62-71. DOI 10.1016/j.biortech.2014.06.078

45. Ota S., Morita A., Ohnuki S., Hirata A., Sekida S., Okuda K., Ohya Y., Kawano S. Carotenoid dynamics and lipid droplet containing astaxanthin in response to light in the green alga Haematococcus pluvialis. Sci. Rep. 2018;8:5617. DOI 10.1038/s41598-018-23854-w

46. Park S., Kim J., Yoon Y., Park Y., Lee T. Blending water-and nutrientsource wastewaters for cost-effective cultivation of high lipid content microalgal species Micractinium inermum NLP-F014. Bioresourc. Technol. 2015;198:388-394. DOI 10.1016/j.biortech.2015.09.038

47. Piligaev A.V., Sorokina K.N., Shashkov M.V., Parmon V.N. Screening and comparative metabolic profiling of high lipid content microalgae strains for application in wastewater treatment. Bioresour. Technol. 2018;250:538-547. DOI 10.1016/j.biortech.2017.11.063

48. Pröschold T., Darienko T., Silva P.C., Reisser W., Krienitz L. The systematics of “Zoochlorella” revisited employing an integrative approach. Environ. Microbiol. 2011;13:350-364. DOI 10.1111/j.1462-2920.2010.02333.x

49. Quintas-Nunes F., Brandão P.R., Barreto Crespo M.T., Glick B.R., Nascimento F.X. Plant growth promotion, phytohormone production and genomics of the rhizosphere-associated microalga, Micractinium rhizosphaerae sp. nov. Plants. 2023;12:651. DOI 10.3390/ plants12030651

50. Rambaut A. FigTree v.1.4.4. 2018. http://tree.bio.ed.ac.uk/software/figtree/ (Access date: 01.03.2024)

51. Rambaut A., Drummond A.J., Xie D., Baele G., Suchard M.A. Posterior summarisation in Bayesian phylogenetics using Tracer 1.7. Syst. Biol. 2018;67:901-904. DOI 10.1093/sysbio/syy032

52. Roleda M.Y., Slocombe S.P., Leakey R.J., Day J.G., Bell E.M., Stanley M.S. Effects of temperature and nutrient regimes on biomass and lipid production by six oleaginous microalgae in batch culture employing a two-phase cultivation strategy. Bioresour. Technol. 2013; 129:439-449. DOI 10.1016/j.biortech.2012.11.043

53. Schlӧsser U.G. Additions to the Culture collection of algae since 1994. Bot. Acta. 1997;110:424-429. DOI 10.1111/j.1438-8677.1997.tb00659.x

54. Shi M., Wei H., Chen Q., Wang X., Zhou W., Liu J. Exploring an isolate of the oleaginous alga Micractinium inermum for lipid production: molecular characterization and physiochemical analysis under multiple growth conditions. J. Appl. Phycol. 2019;31:1035-1046. DOI 10.1007/s10811-018-1653-5

55. Smith R.T., Bangert K., Wilkinson S.J., Gilmour D.J. Synergistic carbon metabolism in a fast growing mixotrophic freshwater microalgal species Micractinium inermum. Biomass Bioenergy. 2015;82:73-86. DOI 10.1016/j.biombioe.2015.04.023

56. Stamatakis A., Hoover P., Rougemont J. A rapid bootstrap algorithm for the RAxML web servers. Syst. Biol. 2008;57:758-771. DOI 10.1080/10635150802429642

57. Starr R.C., Zeikus J.A. UTEX – the culture collection of algae at the University of Texas at Austin. 1993 list of cultures. J. Phycol. 1993;29:1-106. DOI 10.1111/j.0022-3646.1993.00001.x

58. Sydney T., Marshall-Thompson J.-A., Kapoore R.V., Vaidyanathan S., Pandhal J., Fairclough J.P.A. The effect of high-intensity ultraviolet light to elicit microalgal cell lysis and enhance lipid extraction. Metabolites. 2018;8:65. DOI 10.3390/metabo8040065

59. Weiss R.L. Fine structure of the snow alga (Chlamydomonas nivalis) and associated bacteria. J. Phycol. 1983;19:200-204. DOI 10.1111/j.0022-3646.1983.00200.x

60. White T.J., Bruns T.D., Lee S.B., Taylor J.W. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: PCR Protocols – A Guide to Methods and Application. San Diego, CA, USA: Acad. Press, 1990;315-322

61. Wijffels R.H., Barbosa M.J. An outlook on microalgal biofuels. Science. 2010;329:796-799. DOI 10.1126/science.1189003

62. Wolf M., Chen S., Song J., Ankenbrand M., Müller T. Compensatory base changes in ITS2 secondary structures correlate with the biological species concept despite intragenomic variability in ITS2 sequences – a proof of concept. PLoS One. 2013;8(6):e66726. DOI 10.1371/journal.pone.0066726

63. Zhan J., Hong Y., Hu H. Effects of nitrogen sources and C/N ratios on the lipid producing potential of Chlorella sp. HQ. J. Microbiol. Biotechnol. 2016;26:1290-1302. DOI 10.4014/jmb.1512.12074

64. Zuker M. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction. Nucleic Acids Res. 2003;31(13):3406-3415. DOI 10.1093/nar/gkg595.


Рецензия

Просмотров: 361


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2500-3259 (Online)