Циркадные колебания содержания растворимых сахаров и экспрессии генов инвертаз TAI, LIN6 и транспортера сахаров STP1 в листьях растения томата (Solanum lycopersicum L.)

   Содержание основных для плода томата (Solanum lycopersicum L.) гексоз (фруктозы, глюкозы) регулируется совместной активностью ферментов гидролиза сахарозы (включая инвертазы), ингибиторов инвертаз и транспортеров сахаров. Кроме вкусовых качеств, растворимые сахара тесно связаны со стрессоустойчивостью растений томата. В настоящей работе была определена суточная динамика содержания растворимых сахаров (сахарозы, фруктозы и глюкозы), а также экспрессия генов ферментов гидролиза сахарозы (вакуолярной инвертазы TAI, инвертазы клеточной стенки LIN6) и транспортера гексоз (STP1) в листьях растений томата сорта Корнеевский. Было показано, что количество сахаров и уровень транскриптов генов TAI, LIN6 и STP1 зависят от циркадного ритма и соответствуют биологическим процессам, протекающим в растении в разное время суток. Содержание сахарозы и гексоз в течение суток изменяется сходным образом. В начале световой фазы концентрация сахаров минимальна, в конце – имеет наибольшие дневные значения; в начале темновой фазы демонстрирует остаточный рост и затем снижается к концу фазы. Анализ in silico органоспецифичной экспрессии TAI, LIN6 и STP1 у сорта Micro-Tom S. lycopersicum показал наличие их транскриптов во всех тканях. Ген TAI экспрессировался наиболее активно в спелых плодах, тогда как уровень транскриптов LIN6 и STP1 в этих органах носил следовой характер. В листьях уровень мРНК TAI был выше, чем таковой LIN6 и STP1, в ~2 и ~27 раз соответственно. Анализ с помощью ПЦР-РВ суточной динамики экспрессии генов TAI, LIN6 и STP1 в листьях растений сорта Корнеевский показал, что гены экспрессируются во всех проанализированных временных точках. Колебания уровня экспрессии генов происходят сходным образом: уровень мРНК достигает пиковых значений в середине световой и темновой фаз. Полученные результаты важны для понимания функций инвертаз и транспортеров сахаров в растении томата и могут быть использованы в селекции при прогнозировании стрессоустойчивости растений.

1. Beckles D.M., Hong N., Stamova L., Luengwilai K. Biochemical fac­tors contributing to tomato fruit sugar content: a review. Fruits. 2012;67:49­64. doi: 10.1051/fruits/2011066

2. Bolouri Moghaddam M.R., Van den Ende W. Sweet immunity in the plant circadian regulatory network. J. Exp. Bot. 2013;64(6):1439-1449. doi: 10.1093/jxb/ert046

3. Efremov G.I., Slugina M.A., Shchennikova A.V., Kochieva E.Z. Differential regulation of phytoene synthase PSY1 during fruit carotenogenesis in cultivated and wild tomato species (Solanum section Lycopersicon). Plants. 2020;9:1169. doi: 10.3390/plants9091169

4. Elliott K.J., Butler W.O., Dickinson C.D., Konno Y., Vedvick T.S., Fitzmaurice L., Mirkov T.E. Isolation and characterization of fruit vacuolar invertase genes from two tomato species and temporal differences in mRNA levels during fruit ripening. Plant Mol. Biol. 1993;21(3):515­524. doi: 10.1007/BF00028808

5. Fotopoulos V., Gilbert M.J., Pittman J.K., Marvier A.C., Buchanan A.J., Sauer N., Hall J.L., Williams L.E. The monosaccharide transporter gene, AtSTP4, and the cell­wall invertase, Atβfruct1, are induced in Arabidopsis during infection with the fungal biotroph Erysiphe cichoracearum. Plant Physiol. 2003;132(2):821­829. doi: 10.1104/pp.103.021428

6. González M.C., Roitsch T., Cejudo F.J. Circadian and developmental regulation of vacuolar invertase expression in petioles of sugar beet plants. Planta. 2005;222(2):386­395. doi: 10.1007/s00425­005­1542­4

7. Haydon M.J., Bell L.J., Webb A.A. Interactions between plant circadian clocks and solute transport. J. Exp. Bot. 2011;62(7):2333­2348. doi: 10.1093/jxb/err040

8. Kawaguchi K., Takei­Hoshi R., Yoshikawa I., Nishida K., Kobaya­shi M., Kusano M., Lu Y., Ariizumi T., Ezura H., Otagaki S., Matsumoto S., Shiratake K. Functional disruption of cell wall invertase inhibitor by genome editing increases sugar content of tomato fruit without decrease fruit weight. Sci. Rep. 2021;11(1):21534. doi: 10.1038/s41598­021­00966­4

9. Koch K. Sucrose metabolism: regulatory mechanisms and pivotal roles in sugar sensing and plant development. Curr. Opin. Plant Biol. 2004;7:235­246. doi: 10.1016/j.pbi.2004.03.014

10. Lemoine R., La Camera S., Atanassova R., Dédaldéchamp F., Allario T., Pourtau N., Bonnemain J.L., Laloi M., Coutos­Thévenot P., Maurousset L., Faucher M., Girousse C., Lemonnier P., Parrilla J., Durand M. Source­to­sink transport of sugar and regulation by en­vironmental factors. Front. Plant Sci. 2013;4:272. doi: 10.3389/fpls.2013.00272

11. Lifschitz E., Eshed Y. Universal florigenic signals triggered by FT homologues regulate growth and flowering cycles in perennial dayneutral tomato. J. Exp. Bot. 2006;57(13):3405­3414. doi: 10.1093/jxb/erl106

12. Proels R.K., Roitsch T. Extracellular invertase LIN6 of tomato: a pivotal enzyme for integration of metabolic, hormonal, and stress signals is regulated by a diurnal rhythm. J. Exp. Bot. 2009;60(6):1555­1567. doi: 10.1093/jxb/erp027

13. Roitsch T., González M.­C. Function and regulation of plant invertases: sweet sensations. Trends Plant Sci. 2004;9:606­613. doi: 10.1016/j.tplants.2004.10.009

14. Rolland F., Baena­Gonzalez E., Sheen J. Sugar sensing and signaling in plants: conserved and novel mechanisms. Annu. Rev. Plant Biol. 2006;57:675­709. doi: 10.1146/annurev.arplant.57.032905.105441

15. Slugina M.A., Shchennikova A.V., Kochieva E.Z. TAI vacuolar invertase orthologs: the interspecific variability in tomato plants (Solanum section Lycopersicon). Mol. Genet. Genomics. 2017;292(5): 1123­1138. doi: 10.1007/s00438­017­1336­y

16. Voegele R.T., Wirsel S., Möll U., Lechner M., Mendgen K. Cloning and characterization of a novel invertase from the obligate biotroph Uromyces fabae and analysis of expression patterns of host and pathogen invertases in the course of infection. Mol. Plant Microbe Interact. 2006;19(6):625­634. doi: 10.1094/MPMI­19­0625

17. Wang B., Li N., Huang S., Hu J., Wang Q., Tang Y., Yang T., Asmutola P., Wang J., Yu Q. Enhanced soluble sugar content in tomato fruit using CRISPR/Cas9­mediated SlINVINH1 and SlVPE5 gene editing. PeerJ. 2021;9:e12478. doi: 10.7717/peerj.12478

18. Wang Y., Shi C., Ge P., Li F., Zhu L., Wang Y., Tao J., Zhang X., Dong H., Gai W., Wang F., Ye Z., Grierson D., Xu W., Zhang Y. A 21­bp InDel in the promoter of STP1 selected during tomato improvement accounts for soluble solid content in fruits. Hortic. Res. 2023;10(3):uhad009. doi: 10.1093/hr/uhad009

19. Warnock N.D., Wilson L., Canet­Perez J.V., Fleming T., Fleming C.C., Maule A.G., Dalzell J.J. Exogenous RNA interference exposes contrasting roles for sugar exudation in host-finding by plant pathogens. Int. J. Parasitol. 2016;46(8):473­477. doi: 10.1016/j.ijpara.2016.02.005

20. Zhang Y.L., Zhang A.H., Jiang J. Gene expression patterns of invertase gene families and modulation of the inhibitor gene in tomato sucrose metabolism. Genet. Mol. Res. 2013;12(3):3412­3420. doi: 10.4238/2013.January.24.1

21. Zouine M., Maza E., Djari A., Lauvernier M., Frasse P., Smouni A., Pirrello J., Bouzayen M. TomExpress, a unified tomato RNA-Seq platform for visualization of expression data, clustering and correlation networks. Plant J. 2017;92(4):727­735. doi: 10.1111/tpj.13711