Анализ экспрессии генов PR-1, PR-2, PR-10, хитиназ и хитиназа-подобных белков в корнях гороха под влиянием салициловой кислоты и метилжасмоната

В реализации защитного ответа растений принимают участие стрессовые фитогормоны – салициловая и жасмоновая кислоты. Повышение содержания этих соединений при инфицировании растений патогенами приводит к активации сигнальных путей, в конечном итоге изменяющих экспрессию генов и синтез белков, среди которых выделяется группа индуцируемых, связанных с патогенезом белков (PR). Для оценки активации этих сигнальных путей используются фитогормон-зависимые, так называемые маркерные гены. В настоящей работе выявлены и охарактеризованы экспрессирующиеся в корнях гороха гены маркерных для салицилатного сигналинга белков PR-1. Проанализировано влияние салициловой кислоты и метилжасмоната на их экспрессию. Показано, что в корнях гороха ген Psat1g156240, кодирующий PR-1, входит в число наиболее значительно экспрессирующихся генов. Салициловая кислота не вызывала изменение экспрессии этого гена, в то же время он индуцировался метилжасмонатом через 24 ч. Анализ экспрессии других генов, кодирующих белки PR-1, показал, что салицилат не влиял на их экспрессию через 24 и 72 ч. При анализе экспрессии генов хитиназ и хитиназа-подобных белков первые не проявляли специфичность ответа на действие салицилата и метилжасмоната, за исключением гена Psat1g131280, экспрессия которого повышалась через 24 и 72 ч при действии метилжасмоната. Гены хитиназа-подобных белков, Psat1g147600, Psat1g147560, Psat1g149120, практически не экспрессировались в корнях гороха контрольного варианта и специфично индуцировались салициловой кислотой. Гены β-1,3-глюканаз не индуцировались исследованными фитогормонами в корнях. Полученные результаты позволили определить конкретные гены, кодирующие хитиназа-подобные белки, экспрессия которых индуцируется салициловой кислотой. Эти гены могут быть использованы для оценки активации салицилат-зависимого сигнального пути в корнях гороха.

1. Alexander D., Goodman R.M., Gut-Rella M., Glascock C., Weymann K., Friedrich L., Maddox D., Ahl-Goy P., Luntz T., Ward E. Increased tolerance to two oomycete pathogens in transgenic tobacco expressing pathogenesis-related protein 1a. Proc Natl Acad Sci USA. 1993;90(15):7327-7331. doi 10.1073/pnas.90.15.7327

2. Ali S., Ganai B.A., Kamili A.N., Bhat A.A., Mir Z.A., Bhat J.A., Tyagi A., Islam S.T., Mushtaq M., Yadav P., Rawat S., Grower A. Pathogenesis-related proteins and peptides as promising tools for engineering plants with multiple stress tolerance. Microbiol Res. 2018;212-213:29-37. doi 10.1016/j.micres.2018.04.008

3. Barba-Espín G., Clemente-Moreno M.J., Alvarez S., García-Legaz M.F., Hernández J.A., Díaz-Vivancos P. Salicylic acid negatively affects the response to salt stress in pea plants. Plant Biol (Stuttg). 2011; 13(6):909-917. doi 10.1111/j.1438-8677.2011.00461.x

4. Blanco F., Salinas P., Cecchini N.M., Jordana X., Van Hummelen P., Alvarez M.E., Holuigue L. Early genomic responses to salicylic acid in Arabidopsis. Plant Mol Biol. 2009;70:79-102. doi 10.1007/s11103-009-9458-1

5. Breen S., Williams S.J., Outram M., Kobe B., Solomon P.S. Emerging insights into the functions of pathogenesis-related protein 1. Trends Plant Sci. 2017;22(10):871-879. doi 10.1016/j.tplants.2017.06.013

6. Chen Y.L., Lee C.Y., Cheng K.T., Chang W.H., Huang R.N., Nam H.G., Chen Y.R. Quantitative peptidomics study reveals that a woundinduced peptide from PR-1 regulates immune signaling in tomato. Plant Cell. 2014;26(10):4135-4148. doi 10.1105/tpc.114.131185

7. Davies G., Henrissat B. Structures and mechanisms of glycosyl hydrolases. Structure. 1995;3:853-859. doi 10.1016/S0969-2126(01)00220-9

8. Davis J.M., Wu H., Cooke J.E., Reed J.M., Luce K.S., Michler C.H. Pathogen challenge, salicylic acid, and jasmonic acid regulate expression of chitinase gene homologs in pine. Mol Plant Microbe Interact. 2002;15(4):380-387. doi 10.1094/MPMI.2002.15.4.380

9. De-la-Peña C., Badri D.V., Lei Z., Watson B.S., Brandão M.M., Silva-Filho M.C., Sumner L.W., Vivanco J.M. Root secretion of defense-related proteins is development-dependent and correlated with flowering time. J Biol Chem. 2010;285(40):30654-30665. doi 10.1074/jbc.M110.119040

10. de Wit P.J.G.M. How plants recognize pathogens and defend themselves. Cell Mol Life Sci. 2007;64:2726-2732. doi 10.1007/s00018-007-7284-7

11. Ding L.N., Li Y.T., Wu Y.Z., Li T., Geng R., Cao J., Zhang W., Tan X.L. Plant disease resistance-related signaling pathways: recent progress and future prospects. Int J Mol Sci. 2022;23(24):16200. doi 10.3390/ijms232416200

12. Ding P., Ding Y. Stories of salicylic acid: a plant defense hormone. Trends Plant Sci. 2020;25(6):549-565. doi 10.1016/j.tplants.2020.01.004

13. Dos Santos C., Franco O.L. Pathogenesis-related proteins (PRs) with enzyme activity activating plant defense responses. Plants (Basel). 2023;12(11):2226. doi 10.3390/plants12112226

14. Egorova A.M. Unexpected response of pea roots to the salicylic acid: induction of chitinase-like proteins compared to chitinases. J Plant Growth Regul. 2025;44:3164-3178. doi 10.1007/s00344-024-11607-1

15. Egorova A.M., Tarchevsky I.A. Proteome analysis of the nitric oxide donor effect on Pisum sativum L. roots. Appl Biochem Microbiol. 2024;60(6):1292-1300. doi 10.1134/S0003683824604694

16. Erb M. The role of roots in plant defence. In: Mérillon J., Ramawat K. (Eds) Plant Defence: Biological Control. Progress in Biological Control. Vol. 12. Springer, Dordrecht, 2012;291-309. doi 10.1007/978-94-007-1933-0_12

17. Fraser R.S.S. Evidence for the occurrence of the “pathogenesis-related” proteins in leaves of healthy tobacco plants during flowering. Physiol Plant Pathol. 1981;19(1):69-76. doi 10.1016/S0048-4059(81)80009-4

18. Glazebrook J. Contrasting mechanisms of defense against biotrophic and necrotrophic pathogens. Annu Rev Phytopathol. 2005;43:205-227. doi 10.1146/annurev.phyto.43.040204

19. Han Z., Xiong D., Schneiter R., Tian C. The function of plant PR1 and other members of the CAP protein superfamily in plant-pathogen interactions. Mol Plant Pathol. 2023;24(6):651-668. doi 10.1111/mpp.13320

20. Hennig J., Dewey R.E., Cutt J.R., Klessig D.F. Pathogen, salicylic acid and developmental dependent expression of a β-1,3-glucanase/GUS gene fusion in transgenic tobacco plants. Plant J. 1993;4(3):481-493. doi 10.1046/j.1365-313x.1993.04030481.x

21. Jayaraj J., Muthukrishnan S., Liang G., Velazhahan R. Jasmonic acid and salicylic acid induce accumulation of β-1,3-glucanase and thaumatin-like proteins in wheat and enhance resistance against Stagonospora nodorum. Biologia Plantarum. 2004;48:425-430. doi 10.1023/B:BIOP.0000041097.03177.2d

22. Jongedijk E., Tigelaar H., van Roekel J.S.C. Bres-Vloemans S.A., Dekker I., van den Elzen P.J.M., Cornelissen B.J.C., Melchers L.S. Synergistic activity of chitinases and β-1,3-glucanases enhances fungal resistance in transgenic tomato plants. Euphytica. 1995;85:173-180. doi 10.1007/BF00023946

23. Kesari P., Patil D.N., Kumar P., Tomar S., Sharma A.K., Kumar P. Structural and functional evolution of chitinase-like proteins from plants. Proteomics. 2015;15:1693-1705. doi 10.1002/pmic.201400421

24. Kiba A., Nishihara M., Nakatsuka T., Yamamura S. Pathogenesis-related protein 1 homologue is an antifungal protein in Wasabia japonica leaves and confers resistance to Botrytis cinerea in transgenic tobacco. Plant Biotechnol. 2007;24:247-253. doi 10.5511/plantbiotechnology.24.247

25. Kouzai Y., Kimura M., Yamanaka Y., Watanabe M., Matsui H., Yamamoto M., Ichinose Y., Toyoda K., Onda Y., Mochida K., Noutoshi Y. Expression profiling of marker genes responsive to the defenceassociated phytohormones salicylic acid, jasmonic acid and ethylene in Brachypodium distachyon. BMC Plant Biol. 2016;16:59. doi 10.1186/s12870-016-0749-9

26. Kreplak J., Madoui M.A., Capal P., Novák P., Labadie K., Aubert G., Bayer P.E., … Lichtenzveig J., Macas J., Doležel J., Wincker P., Burstin J. A reference genome for pea provides insight into legume genome evolution. Nat Genet. 2019;51:1411-1422. doi 10.1038/s41588-019-0480-1

27. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: Molecular Evolutionary Genetics Analysis across computing platforms. Mol Biol Evol. 2018;35(6):1547-1549. doi 10.1093/molbev/msy096

28. Li Y.F., Zhu R., Xu P. Activation of the gene promoter of barley β-1,3- glucanase isoenzyme GIII is salicylic acid (SA)-dependent in transgenic rice plants. J Plant Res. 2005;118:215-221. doi 10.1007/s10265-005-0213-7

29. Lotan T., Ori N., Fluhr R. Pathogenesis-related proteins are developmentally regulated in tobacco flowers. Plant Cell. 1989;1(9):881-887. doi 10.1105/tpc.1.9.881

30. Love M.I., Huber W., Anders S. Moderated estimation of fold change and dispersion for RNA-seq data with DESeq2. Genome Biol. 2014; 15:550. doi 10.1186/ s13059-014-0550-8

31. Maleck K., Levine A., Eulgem T., Morgan A., Schmid J., Lawton K.A., Dang J.L., Dietrich R.A. The transcriptome of Arabidopsis thaliana during systemic acquired resistance. Nat Genet. 2000;26:403-410. doi 10.1038/82521

32. Mitsuhara I., Iwai T., Seo S., Yanagawa Y., Kawahigasi H., Hirose S., Ohkawa Y., Ohashi Y. Characteristic expression of twelve rice PR1 family genes in response to pathogen infection, wounding, and defense-related signal compounds (121/180). Mol Genet Genomics. 2008;279(4):415-427. doi 10.1007/s00438-008-0322-9

33. Papadopoulou G.V., Maedicke A., Grosser K., van Dam N.M., Martínez-Medina A. Defence signalling marker gene responses to hormonal elicitation differ between roots and shoots. AoB Plants. 2018; 10(3):ply031. doi 10.1093/aobpla/ply031

34. Perez-Aranda A., Loera-Muro A., Caamal-Chan M.G. Expression analysis of defense signaling marker genes in Capsicum annuum in response to phytohormones elicitation. Mol Biol Rep. 2024;52(1):9. doi 10.1007/s11033-024-10071-0

35. Santamaria M., Thomson C.J., Read N.D., Loake G.J. The promoter of a basic PR1-like gene, AtPRB1, from Arabidopsis establishes an organ-specific expression pattern and responsiveness to ethylene and methyl jasmonate. Plant Mol Biol. 2001;47:641-652. doi 10.1023/A:1012410009930

36. Sarowar S., Kim Y.J., Kim E.N., Kim K.D., Hwang B.K., Islam R., Shin J.S. Overexpression of a pepper basic pathogenesis-related protein 1 gene in tobacco plants enhances resistance to heavy metal and pathogen stresses. Plant Cell Rep. 2005;24:216-224. doi 10.1007/s00299-005-0928-x

37. Solomon W., Janda T., Molnár Z. Unveiling the significance of rhizosphere: implications for plant growth, stress response, and sustainable agriculture. Plant Physiol Biochem. 2024;206:108290. doi 10.1016/j.plaphy.2023.108290

38. Spoel S.H., Johnson J.S., Dong X. Regulation of tradeoffs between plant defenses against pathogens with different lifestyles. Proc Natl Acad Sci USA. 2007;104(47):18842-18847. doi 10.1073/pnas.0708139104

39. Tarchevsky I.A., Yakovleva V.G., Egorova A.M. Salicylate-induced modification of plant proteomes (review). Appl Biochem Microbiol. 2010;46(3):241-252. doi 10.1134/S0003683810030026

40. Trapnell C., Williams B.A., Pertea G., Davis A., Kwan G., van Baren M.J., Salzberg S.L., Wold B.J., Pachter L. Transcript assembly and quantification by RNA-Seq reveals unannotated transcripts and isoform switching during cell differentiation. Nat Biotechnol. 2010; 28:511-515. doi 10.1038/nbt.1621

41. Tyagi P., Singh D., Mathur S., Singh A., Ranjan R. Upcoming progress of transcriptomics studies on plants: an overview. Front Plant Sci. 2022;13:1030890. doi 10.3389/fpls.2022

42. van Loon L.C., Rep M., Pieterse C.M. Significance of inducible defense-related proteins in infected plants. Annu Rev Phytopathol. 2006;44:135-162. doi 10.1146/annurev.phyto.44.070505.143425

43. Wang Y., Mostafa S., Zeng W., Jin B. Function and mechanism of jasmonic acid in plant responses to abiotic and biotic stresses. Int J Mol Sci. 2021;22(16):8568. doi 10.3390/ijms22168568

44. Xu L.N., Jiang X.R., Lin J.X., Li K., Javed T., Zhao J.-Y., Gao S.-J. Pathogenesis-related protein 10 family genes involved in sugarcane responses to biotic stressors and salicylic acid. J Plant Growth Regul. 2004;43:3907-3919. doi 10.1007/s00344-024-11371-2

45. Yakovleva V.G., Egorova A.M., Tarchevsky I.A. Proteomic analysis of the effect of methyl jasmonate on pea seedling roots. Dokl Biochem Biophys. 2013;449:90-93. doi 10.1134/S1607672913020105