Роль белка Pnut и его функциональных доменов в сперматогенезе Drosophila melanogaster

Белок Pnut дрозофилы принадлежит к семейству септинов – консервативных ГТФаз, участвующих в цитокинезе и других фундаментальных клеточных процессах. В связи с их способностью формировать комплексы, которые могут затем полимеризоваться в филаменты, а также на основе их взаимодействия с клеточной мембраной и выполняемыми функциями септины стали рассматривать как четвертую составляющую цитоскелета наряду с актином, микротрубочками и промежуточными филаментами. Однако в отличие от других цитоскелетных компонентов септины изучены гораздо слабее. Ранее нами было показано, что удаление септина, кодируемого геном peanut (pnut), в соматических тканях приводит к аномалиям митоза. Задачей данной работы было выяснение роли pnut в сперматогенезе дрозофилы. Нами была получена плазмидная конструкция для РНК-интерференции pnut, позволяющая эктопически подавлять экспрессию данного гена. Был исследован сперматогенез при подавлении экспрессии гена pnut при помощи РНК-интерференции. Установлено, что чувствительными к РНК-интерференции гена pnut являются генеративные клетки на самых ранних этапах сперматогенеза: снижение уровня экспрессии данного гена в генеративных клетках семенников на этих стадиях приводило к стерильности самцов, причиной которой является неподвижность спермиев. При этом в семенниках таких стерильных самцов не обнаружено сколь-нибудь значимых нарушений мейоза и последующего морфогенеза, структура аксонемы и митохондрий спермиев нормальная. Также проанализирован сперматогенез у мутантов по различным доменам белка Pnut на фоне нуль-аллеля. Показано, что мутации в ГТФазном домене приводят к нарушениям элонгации цист. У мутантов с делецией С-концевого домена обнаруживаются нарушения в морфологии семенника. Для обоих классов мутантов также показаны неподвижность спермиев и стерильность самцов. Таким образом, выявлено участие Pnut в спермиогенезе – заключительных этапах сперматогенеза, на которых происходит изменение морфологии сперматоцитов.

1. Ахметова К.А., Дорогова Н.В., Чесноков И.Н., Федорова С.А. Анализ фенотипического проявления подавления экспрессии гена peanut с помощью RNAi в оогенезе дрозофилы. Генетика. 2015; 51(9):991-999.

2. Ахметова К.А., Федорова С.А. Влияние мутаций в гене peanut на деление соматических и генеративных клеток Drosophila melanogaster. Вавиловский журнал генетики и селекции. 2011;15(4):653-660.

3. Akhmetova K., Balasov M., Huijbregts R.P.H., Chesnokov I. Functional insight into the role of Orc6 in septin complex filament formation in Drosophila. Mol. Biol. Cell. 2015;26(1):15-28. DOI 10.1091/mbc.E14-02-0734

4. Cao L., Ding X., Yu W., Yang X., Shen S., Yu L. Phylogenetic and evolutionary analysis of the septin protein family in metazoan. FEBS Lett. 2007;581:5526-5532. DOI 10.1016/j.febslet.2007.10.032

5. Casamayor A., Snyder M. Molecular dissection of a yeast septin: distinct domains are required for septin interaction, localization, and function. Mol. Cell. Biol. 2003;23(8):2762- 777. DOI 10.1128/MCB.23.8.2762-2777.2003

6. Fabian L., Wei H.C., Rollins J., Noguchi T., Blankenship J.T., Bellamkonda K., Polevoy G., Gervais L., Guichet A., Fuller M.T., Brill J. A. Phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate directs spermatid cell polarity and exocyst localization in Drosophila. Mol. Biol. Cell. 2010;21(9):1546-1555. DOI 10.1091/mbc.E09-07-0582

7. Huijbregts R.P., Svitin A., Stinnett M.W., Renfrow M.B., Chesnokov I. Drosophila Orc6 facilitates GTPase activity and filament formation of the septin complex. Mol. Biol. Cell. 2009;20:270-281. DOI 10.1091/mbc.E08-07-0754

8. Kissel H., Georgescu M.M., Larisch S., Manova K., Hunnicutt G.R. Steller H. The Sept4 septin locus is required for sperm terminal differentiation in mice. Dev. Cell. 2005;8:353-364. DOI 10.1016/ j.devcel.2005.01.021

9. Lhuillier P., Rode B., Escalier D., Lorès P., Dirami T., Bienvenu T., Gacon G., Dulioust E., Touré A. Absence of annulus in human asthenozoospermia: Case Report. Hum. Reprod. 2009;24(6):1296-1303. DOI 10.1093/humrep/dep020

10. McMurray M.A., Bertin A., Garcia G., Lam L., Nogales E., Thorner J. Septin filament formation is essential in budding yeast. Dev. Cell. 2011;20(4):540-549. DOI http://dx.doi.org/10.1016/j.devcel. 2011.02.004

11. Mostowy S., Cossart P. Septins: the fourth component of the cytoskeleton. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2012;13(3):183-194. DOI 10.1038/nrm3284

12. Neufeld T.P., Rubin G.M. The Drosophila peanut gene is required for cytokinesis and encodes a protein similar to yeast putative bud neck filament proteins. Cell. 1994;77:371-379. DOI 10.1016/0092- 8674(94)90152-X

13. Pertceva J.A., Dorogova N.V., Bolobolova E.U., Nerusheva O.O., Fedorova S.A., Omelyanchuk L.V. The role of Drosophila hyperplastic discs gene in spermatogenesis. Cell Biol. Int. 2010;10:991-996. DOI 10.1042/CBI20100105

14. Saarikangas J., Barral Y. The emerging functions of septins in metazoans. EMBO Rep. 2011;12(11):1118-1126. DOI 10.1038/embor. 2011.193

15. Sirajuddin M., Farkasovsky M., Hauer F., Kühlmann D., Macara I.G., Weyand M., Stark H., Wittinghofer A. Structural insight into filament formation by mammalian septins. Nature. 2007;449:311-315. DOI 10.1038/nature06052

16. Sirajuddin M., Farkasovsky M., Zent E., Wittinghofer A. GTPinduced conformational changes in septins and implications for function. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2009;106(39):16592-16597. DOI 10.1073/pnas.0902858106

17. Tanaka-Takiguchi Y., Kinoshita M., Takiguchi K. Septin-mediated uniform bracing of phospholipid membranes. Curr. Biol. 2009;19(2): 140-145. DOI 10.1016/j.cub.2008.12.030

18. Zent E., Wittinghofer A. Human septin isoforms and the GDP-GTP cycle. Biol. Chem. 2014;395:169-180. DOI 10.1515/hsz-2013-0268