Preview

Вавиловский журнал генетики и селекции

Расширенный поиск

Хромосомы и видообразование у туко-туко (Ctenomys, Hystricognathi, Rodentia)

https://doi.org/10.18699/VJ16.170

Полный текст:

Аннотация

Южноамериканские грызуны рода туко-туко (Ctenomys) представляют собой интересную модель видообразования. Их строгая территориальность и одиночный образ жизни под землей, сильно фрагментированные ареалы, низкая миграционная активность послужили причинами их очень быстрой радиации. В настоящее время описано около 60 видов этого рода. Его представителей обнаруживают в самых разных местообитаниях, от гор в Андах до прибрежных дюн Атлантики, от влажных степей Пампы до пустынь Чако. Туко-туко отличаются очень высоким уровнем хромосомного полиморфизма и политипизма на основе робертсоновских и полно-плечевых реципрокных транслокаций и инверсий и поэтому могут быть использованы для тестирования разных версий гипотезы хромосомного видообразования. Классическая версия этой гипотезы делает акцент на стерильности гибридов, обусловленной неправильным или неполным синапсисом хромосом у гетерозигот по перестройкам, гибелью зародышевых клеток, неправильной сегрегацией хромосом и генерацией несбалансированных гамет. В рамках современной версии хромосомного видообразования предполагается, что сокращение потока генов через хромосомные гибридные зоны обусловлено подавлением рекомбинации у гибридов вокруг точек разрыва перестроек, различающих родительские виды. Полевые исследования не выявили сильных негативных эффектов хромосомной гетерозиготности на приспособленность. Эти результаты поставили под сомнение валидность классической версии гипотезы. Анализ поведения хромосом в профазе мейоза у гетерозигот по перестройкам выявил у них значимые изменения в частоте и распределении рекомбинации: супрессию кроссинговера в районе точек разрыва и дистализацию хиазм. Эти изменения могут модулировать поток генов между хромосомными расами и усиливать дивергенцию, возникшую за счет пространственной изоляции. Эти данные подтверждают рекомбинационную модель хромосомного видообразования.

Об авторах

А. А. Торгашева
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия
Новосибирск


Е. А. Башева
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»
Россия
Новосибирск


М.Х. Гомес Фернандес
Аргентинский музей естественных наук им. Бернардино Ривадавия
Аргентина
Буэнос-Айрес


П. Мироль
Аргентинский музей естественных наук им. Бернардино Ривадавия
Аргентина
Буэнос-Айрес


П. М. Бородин
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия
Новосибирск


Список литературы

1. Argüelles C.F., Suárez P., Giménez M.D., Bidau C.J. Intraspecific chromosome variation between different populations of Ctenomys dorbignyi (Rodentia, Ctenomyidae) from Argentina. Acta Theriolog. 2001:46:363-373.

2. Axenovich T.I., Rogatcheva M.B., Oda S.-I., Borodin P.M. Inheritance of male hybrid sterility in the house musk shrew (Suncus murinus, Insectivora, Soricidae). Genome. 1998;41:825-831.

3. Baarends W.M., Wassenaar E., van der Laan R., Hoogerbrugge J., Sleddens-Linkels E., Hoeijmakers J.H., de Boer P., Grootegoed J.A. Silencing of unpaired chromatin and histone H2A ubiquitination in mammalian meiosis. Mol. Cell. Biol. 2005;25:1041-1053.

4. Basheva E.A., Torgasheva A.A., Gomez Fernandez M.J., Boston E., Mirol P., Borodin P.M. Chromosome synapsis and recombination in simple and complex chromosomal heterozygotes of tuco-tuco (Ctenomys talarum: Rodentia: Ctenomyidae). Chromosome Res. 2014; 22:351-363.

5. Bhattacharyya T., Gregorova S., Mihola O., Anger M., Sebestova J., Denny P., Simecek P., Forejt J. Mechanistic basis of infertility of mouse intersubspecific hybrids. PNAS. 2013;110:E468-E477.

6. Bidau C.J., Gimenez M.D., Palmer C.L., Searle J.B. The effects of Robertsonian fusions on chiasma frequency and distribution in the house mouse (Mus musculus domesticus) from a hybrid zone in northern Scotland. Heredity (Edinb.). 2001;87:305-313.

7. Borodin P., Barreiros-Gomez S., Zhelezova A., Bonvicino C., D’Andrea P. Reproductive isolation due to the genetic incompatibilities between Thrichomys pachyurus and two subspecies of Thrichomys apereoides (Rodentia, Echimyidae). Genome. 2006;49:159-167.

8. Borodin P.M., Karamysheva T.V., Belonogova N.M., Torgasheva A.A., Rubtsov N.B., Searle J.B. Recombination map of the common shrew, Sorex araneus (Eulipotyphla, Mammalia). Genetics. 2008;178: 621-632.

9. Burgoyne P.S., Mahadevaiah S.K., Turner J.M. The consequences of asynapsis for mammalian meiosis. Nat. Rev. Genet. 2009;10: 207-216.

10. Busch C., Antinuchi C.D., del Valle J.C., Kittlein M., Malizia A.I., Vassallo A.I., Zenuto R.R. Population ecology of subterranean rodents. In: Lacey E., Cameron G., Patton J., eds. Life underground: the biology of subterranean rodents. Chicago, Illinois: UCP, 2000;183-226.

11. Capanna E., Castiglia R. Chromosomes and speciation in Mus musculus domesticus. Cytogen. Gen. Res. 2004;105:375-384.

12. Caraballo D.A., Abruzzese G.A., Rossi M.S. Diversity of tuco-tucos (Ctenomys, Rodentia) in the Northeastern wetlands from Argentina: mitochondrial phylogeny and chromosomal evolution. Genetica. 2012;140:125-136.

13. Castiglia R. Sympatric sister species in rodents are more chromosomally differentiated than allopatric ones: implications for the role of chromosomal rearrangements in speciation. Mammal Rev. 2014; 44:1-4.

14. Castiglia R., Capanna E. Contact zones between chromosomal races of Mus musculus domesticus. 1. Temporal analysis of a hybrid zone between the CD chromosomal race (2n = 22) and populations with the standard karyotype. Heredity. 1999;83:319-326.

15. Castiglia R., Capanna E. Contact zone between chromosomal races of Mus musculus domesticus. 2. Fertility and segregation in laboratoryreared and wild mice heterozygous for multiple Robertsonian rearrangements. Heredity. 2000;85:147-156.

16. Castilho C.S., Gava A., Freitas T.R.O. Hybrid zone in genus Ctenomys: a study case in southern Brazil. Genet. Mol. Biol. 2012;35:990-997.

17. Castillo A.H., Cortinas M.N., Lessa E.P. Rapid diversification of South American tuco-tucos (Ctenomys; Rodentia, Ctenomyidae): contrasting mitochondrial and nuclear intron sequences. J. Mammal. 2005; 86:170-179.

18. Cook J.A., Anderson S., Yates T.L. Notes on Bolivian Mammals 6: The genus Ctenomys (Rodentia, Ctenomyidae) in the highlands. Am. Mus. Novit. 1990;2980:1-27.

19. Dumas D., Britton-Davidian J. Chromosomal rearrangements and evolution of recombination: comparison of chiasma distribution patterns in standard and robertsonian populations of the house mouse. Genetics. 2002;162:1355-1366.

20. Dumas D., Catalan J., Britton-Davidian J. Reduced recombination patterns in Robertsonian hybrids between chromosomal races of the house mouse: chiasma analyses. Heredity. 2015;114:56-64.

21. Faria R., Navarro A. Chromosomal speciation revisited: rearranging theory with pieces of evidence. Trends Ecol. Evol. 2010;25:660-669.

22. Feito R., Gallardo M. Sperm morphology of the chilean species of Ctenomys (Octodontidae). J. Mammal. 1982;63:658-661.

23. Fernández M.J.G., Gaggiotti O.E., Mirol P. The evolution of a highly speciose group in a changing environment: are we witnessing speciation in the Iberá wetlands? Mol. Ecology. 2012;21:3266-3282.

24. Freitas D.T. Geographical variation of heterochromatin in Ctenomys flamarioni (Rodentia-Octodontidae) and its cytogenetic relationships with other species of the genus. Cytogen. Gen. Res. 1994;67: 193-198.

25. Freitas T.R. Chromosome polymorphism in Ctenomys minutus (Rodentia-Octodontidae). Brazilian J. Genetics. 1997;20:1-7.

26. Freitas T.R. Ctenomys lami: The highest chromosome variability in Ctenomys [Rodentia, Ctenomyidae] due to a centric fusion-fission and pericentric inversion system. Acta Theriolog. 2007;52:171-180.

27. Freygang C.C., Marinho J.R., Freitas T.R.O. New karyotypes and some considerations of Ctenomys minutus (Rodentia: Ctenomyidae) on the coastal plain of the Brazilian State of Rio Grande do Sul. Genetica. 2004;121:125-132.

28. Gallardo M. Las especies chilenas de Ctenomys (Rodentia, Octodontidae). I. Estabilidad cariotípica. Archivos Biología Medicina experimental. 1979;12:71-82.

29. Gallardo M.H. Karyotypic evolution in Ctenomys (Rodentia, Ctenomyidae). J. Mammal. 1991;72:11-21.

30. Gava A., Freitas T.R.O. Characterization of a hybrid zone between chromosomally divergent populations of Ctenomys minutus (Rodentia; Ctenomyidae). J. Mammal. 2002;83:843-851.

31. Gava A., Freitas T.R.O. Inter and intra-specific hybridization in tucotucos (Ctenomys) from Brazilian coastal plains (Rodentia: Ctenomyidae). Genetica. 2003;119:11-17.

32. Giménez M., Mirol P., Bidau C., Searle J. Molecular analysis of populations of Ctenomys (Caviomorpha, Rodentia) with high karyotypic variability. Cytogen. Gen. Res. 2002;96:130-136.

33. Jackson B.C. Recombination-suppression: how many mechanisms for chromosomal speciation? Genetica. 2011;139:393-402.

34. Kiblisky P., Brum-Zorrilla N., Perez G., Saez F. Variabilidad cromosómica entre diversas poblaciones uruguayas del roedor cavador del género Ctenomys (Rodentia-Octodontidae). Mendeliana. 1977;2: 85-93.

35. King M. Chromosomal rearrangements, speciation and the theoretical approach. Heredity (Edinb.). 1987;59(1):1-6.

36. King M. Species evolution: the role of chromosome change. CUP, 1995.

37. Lacey E.A., Braude S.H., Wieczorek J.R. Burrow sharing by colonial tuco-tucos (Ctenomys sociabilis). J. Mammal. 1997;78:556-562.

38. Lacey E.A., Wieczorek J.R. Kinship in colonial tuco-tucos: evidence from group composition and population structure. Behavioral Ecol. 2004;15:988-996.

39. Lanzone C., Gimenez M., Santos J., Bidau C. Meiotic effects of Robertsonian translocations in tuco-tucos of the Ctenomys perrensi superspecies (Rodentia: Ctenomyidae). Caryologia. 2007;60:233-244.

40. Lessa E.P. The evolution of subterranean rodents: a synthesis. In: Lacey E., Patton J., Cameron G., eds. Life underground: the biology of subterranean rodents, Chicago, Illinois: UCP, 2000;389-420.

41. Lessa E.P., Cook J.A. The molecular phylogenetics of tuco-tucos (genus Ctenomys, Rodentia: Octodontidae) suggests an early burst of speciation. Mol. Phylogen. Evol. 1998;9:88-99.

42. Livingstone K., Rieseberg L. Chromosomal evolution and speciation: a recombination-based approach. New Phytologist. 2004;161: 107-112.

43. Lopes C., Ximenes S., Gava A., de Freitas T. The role of chromosomal rearrangements and geographical barriers in the divergence of lineages in a South American subterranean rodent (Rodentia: Ctenomyidae: Ctenomys minutus). Heredity. 2013;111:293-305.

44. Manterola M., Page J., Vasco C., Berrios S., Parra M.T., Viera A., Rufas J.S., Zuccotti M., Garagna S., Fernandez-Donoso R. A high incidence of meiotic silencing of unsynapsed chromatin is not associated with substantial pachytene loss in heterozygous male mice carrying multiple simple robertsonian translocations. PLoS Gen. 2009;5:e1000625.

45. Mascheretti S., Mirol P.M., Giménez M.D., Bidau C.J., Contreras J.R., Searle J.B. Phylogenetics of the speciose and chromosomally variable rodent genus Ctenomys (Ctenomyidae, Octodontoidea), based on mitochondrial cytochrome b sequences. Biol. J. Linnean Society. 2000;70:361-376.

46. Massarini A., Barros M., Ortells M., Reig O. Chromosomal polymorphism and small karyotypic differentiation in a group of Ctenomys species from Central Argentina (Rodentia: Octodontidae) Genetica. 1991;83:131-144.

47. Massarini A.I., Freitas T.R.O. Morphological and cytogenetics comparison in species of the mendocinus-group (genus Ctenomys) with emphasis in C. australis and C. flamarioni (Rodentia-Ctenomyidae). Caryologia. 2005;58:21-27.

48. Massarini A., Mizrahi D., Tiranti S., Toloza A., Luna F., Schleich C. Extensive chromosomal variation in Ctenomys talarum talarum from the Atlantic coast of Buenos Aires Province, Argentina (Rodentia: Octodontidae). Mastozool. Neotrop. 2002;9:199-207.

49. Mercer S.J., Wallace B.M., Searle J.B. Male common shrews (Sorex araneus) with long meiotic chain configurations can be fertile: implications for chromosomal models of speciation. Cytogen. Cell Genet. 1992;60:68-73.

50. Merico V., Gimenez M.D., Vasco C., Zuccotti M., Searle J.B., Hauffe H.C., Garagna S. Chromosomal speciation in mice: a cytogenetic analysis of recombination. Chromosome Res. 2013;21:523-533.

51. Mirol P., Gimenez M.D., Searle J.B., Bidau C.J., Faulkes C.G. Population and species boundaries in the South American subterranean rodent Ctenomys in a dynamic environment. Biol. J. Linnean Society. 2010;100:368-383.

52. Mora M.S., Lessa E.P., Kittlein M.J., Vassallo A.I. Phylogeography of the subterranean rodent Ctenomys australis (Rodentia: Ctenomyidae) in sand-dune habitats: evidence of recent population expansion. J. Mammal. 2006;87:1192-1203.

53. Mora M.S., Cutrera A.P., Lessa E.P., Vassallo A.I., D’Anatro A., Mapelli F.J. Phylogeography and population genetic structure of the Talas tuco-tuco (Ctenomys talarum): integrating demographic and habitat histories. J. Mammal. 2013;94:459-476.

54. Novello A., Villar S. Chromosome plasticity in Ctenomys (Rodentia Octodontidae): chromosome 1 evolution and heterochromatin variation. Genetica. 2006:127:303-309.

55. Ortells M.O. Phylogenetic analysis of G-banded karyotypes among the South American subterranean rodents of the genus Ctenomys (Caviomorpha: Octodontidae), with special reference to chromosomal evolution and speciation. Biol. J. Linnean Society. 1995;54:43-70.

56. Ortells M., Contreras J., Reig O. New Ctenomys karyotypes (Rodentia, Octodontidae) from north-eastern Argentina and from Paraguay confirm the extreme chromosomal multiformity of the genus. Genetica. 1990;82:189-201.

57. Page J., de la Fuente R., Manterola M., Parra M.T., Viera A., Berrios S., Fernandez-Donoso R., Rufas J.S. Inactivation or non-reactivation: what accounts better for the silence of sex chromosomes during mammalian male meiosis? Chromosoma. 2012;121:307-326.

58. Parada A., D’Elía G., Bidau C.J., Lessa E.P. Species groups and the evolutionary diversification of tuco-tucos, genus Ctenomys (Rodentia: Ctenomyidae). J. Mammal. 2011;92:671-682.

59. Pearson O.P., Christie M.I. Los tuco-tucos (genero Ctenomys) de los parques nacionales Lanin y Nahuel Huapi, Argentina. Historia Natural. 1985;5:337-343.

60. Reguero M., Candela A., Alonso R. Biochronology and biostratigraphy of the Uquía Formation (Pliocene–early Pleistocene, NW Argentina) and its significance in the Great American Biotic Interchange. J. South Am. Earth Sciences. 2007;23:1-16.

61. Reig O.A., Kiblisky P. Chromosome multiformity in the genus Ctenomys (Rodentia, Octodontidae). A progress report. Chromosoma. 1969;28:211-244.

62. Reig O., Busch C., Contreras J., Ortells M. An overview of evolution, systematic, population biology and molecular biology. In: Nevo E., Reig O.A., eds. Biology of subterranean mammals. New York: Wiley-Liss, 1990;71-96.

63. Reig O., Massarini A., Ortells M., Barros M., Tiranti S., Dyzenchauz F. New karyotypes and C-banding patterns of the subterranean rodents of the genus Ctenomys (Caviomorpha, Octodontidae) from Argentina. Mammalia. 1992;56:603-624.

64. Rieseberg L.H. Chromosomal rearrangements and speciation. Trends Ecol. Evol. 2001;16:351-358.

65. Rogatcheva M.B., Oda S.-I., Axenovich T.I., Aulchenko Y.S., Searle J.B., Borodin P.M. Chromosomal segregation and fertility in Robertsonian chromosomal heterozygotes of the house musk shrew (Suncus murinus, Insectivora, Soricidae). Heredity. 1998;81:335-341.

66. Sage R., Contreras J., Roig V., Patton J. Genetic variation in the South American burrowing rodents of the genus Ctenomys (Rodentia: Ctenomyidae). Zeitschrift Säugetierkunde. 1986;51:158-172.

67. Searle J. Meiotic studies of Robertsonian heterozygotes from natural populations of the common shrew, Sorex araneus L. Cytogen. Gen. Res. 1986;41:154-162.

68. Searle J.B. Chromosomal hybrid zones in eutherian mammals. Hybrid Zones and the Evolutionary Process. Ed. R.G. Harrison. New York: Oxford Univ. Press, 1993;309-353.

69. Slamovits C.H., Cook J.A., Lessa E.P., Rossi M.S. Recurrent amplifications and deletions of satellite DNA accompanied chromosomal diversification in South American tuco-tucos (genus Ctenomys, Rodentia: Octodontidae): a phylogenetic approach. Mol. Biol. Evol. 2001;18:1708-1719.

70. Tomasco I., Lessa E., Kelt D., Lessa E., Salazar-Bravo J., Patton J. Phylogeography of the tuco-tuco Ctenomys pearsoni: mtDNA variation and its implication for chromosomal differentiation. The quintessential naturalist: honoring the life and legacy of Oliver P. Pearson. Berkeley, CA: UCP Zool. Series. 2007;134:859-882.

71. Turner J.M., Mahadevaiah S.K., Fernandez-Capetillo O., Nussenzweig A., Xu X., Deng C.X. Silencing of unsynapsed meiotic chromosomes in the mouse. Nat. Genet. 2005;37:41-47.

72. Verzi D.H. The dental evidence on the differentiation of the ctenomyine rodents (Caviomorpha, Octodontidae, Ctenomyinae). Acta Theriol. 1999;44:263-282.

73. Verzi D.H. Patrones de evolución morfológica en Ctenomyinae (Rodentia, Octodontidae). Mastozool. Neotropical. 2002;9:309-328.

74. Verzi D. Phylogeny and adaptive diversity of rodents of the family Ctenomyidae (Caviomorpha): delimiting lineages and genera in the fossil record. J. Zoology. 2008;274:386-394.

75. Verzi D.H., Olivares A.I., Morgan C.C. The oldest South American tuco-tuco (late Pliocene, northwestern Argentina) and the boundaries of the genus Ctenomys (Rodentia, Ctenomyidae). Mammalian Biol. Zeitschrift Säugetierkunde. 2010;75:243-252.

76. Wallace B., Searle J., Everett C. Male meiosis and gametogenesis in wild house mice (Mus musculus domesticus) from a chromosomal hybrid zone; a comparison between “simple” Robertsonian heterozygotes and homozygotes. Cytogen. Gen. Res. 1992;61:211-220.

77. White M.J.D. Models of speciation. New concepts suggest that the classical sympatric and allopatric models are not the only alternatives. Science. 1968;159:1065.

78. White M.J.D. Chromosomal rearrangements and speciation in animals. Ann. Rev. Genet. 1969;3:75.

79. White M.J.D. Animal cytology and evolution. CUP, 1977.

80. White M.J.D. Modes of speciation. San Francisco, 1978.

81. Wilson D.E., Reeder D.M. Mammal species of the world: a taxonomic and geographic reference. Johns Hopkins UP, 2005.

82. Wlasiuk G.J., Garza C., Lessa E.P. Genetic and geographic differentiation in the Rio Negro tuco-tuco (Ctenomys rionegrensis): inferring the roles of migration and drift from multiple genetic markers. Evolution. 2003;57:913-926.

83. Woods C., Kilpatrick C. Infraorder Hystricognathi Brandt, 1855. Mammal Species of the World: A Taxon. Geographic Ref. 2005;2: 1538-1600.


Просмотров: 197


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2500-0462 (Print)
ISSN 2500-3259 (Online)