Достижения и перспективы использования методов высокопроизводительного секвенирования в генетике и селекции картофеля


https://doi.org/10.18699/VJ17.227

Полный текст:


Аннотация

Для повышения эффективности процесса селекции картофеля в последние годы активно используются методы отбора с помощью ДНК-маркеров. Применение маркер-ориентированной селекции, а также геномной селекции и новейших методов создания форм картофеля с заданными свойствами (геномное редактирование) требует широкомасштабного изучения геномов и генов картофеля на основе высокопроизводительных методов секвенирования нового поколения. Цель настоящего обзора – рассмотреть направления исследований в картофелеводстве, основанные на применении данных методов, и систематизировать связанные с этой темой сведения об интернет-ресурсах. Уделяется также внимание особенностям используемых моделей и подходов в генетических исследованиях картофеля ввиду сложной организации его генома и высокого уровня гетерозиготности. В генетических исследованиях нередко прибегают к использованию диплоидных форм, к которым относятся диплоидные виды картофеля, искусственно полученные гетерозиготные дигаплоиды и гомозиготные удвоенные моноплоиды. Наличие искусственно созданных диплоидных форм сыграло важную роль в успешном секвенировании генома картофеля, завершенном в 2011 г. Работа Международного консорциума по секвенированию генома картофеля включала не только конструирование геномных библиотек, секвенирование, сборку и аннотирование генома, но и фундаментальные исследования на основе полученной последовательности, направленные на выявление особенностей эволюции генома картофеля, идентификацию SNP (single nucleotide polymorphism – однонуклеотидный полиморфизм), анализ генов и генных сетей, контролирующих устойчивость к фитопатогенам и технологические свойства. Важным следствием секвенирования генома стала идентификация более 8 тыс. SNP и апробация метода GBS (genotyping-bysequencing – генотипирование путем секвенирования) на картофеле, что является основой для геномной селекции этой культуры и выявления новых хозяйственно ценных генов картофеля методом полногеномного анализа ассоциаций (genome-wide association studies – GWAS). Ведется работа по оптимизации существующих биоинформатических методов анализа для осуществления работ в этом направлении, учитывающая особенности организации генома картофеля. В обзоре приведен анализ доступных электронных баз данных, содержащих результаты работ по секвенированию генома и транскриптома картофеля, а также сопутствующих ресурсов. Эта информация будет полезна для планирования работ по сравнительному анализу транскриптома картофеля и исследований с использованием геномных ДНК-маркеров. Результаты секвенирования генома, а также сравнительных иссле- дований, базирующихся на анализе транскриптома и микроРНК образцов культивируемого картофеля и его дикорастущих сородичей, с одной стороны, представляют фундаментальный интерес, способствуя выявлению особенностей эволюции генома, онтогенетического развития растений картофеля и механизмов ответа на различные стимулы окружающей среды, а с другой – позволяют осуществлять широкий спектр прикладных работ, направленных на разработку эффективных геномных и ген-специфичных маркеров и получения с их помощью новых сортов картофеля с заданными свойствами.

Об авторах

И. В. Быкова
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»
Россия
Новосибирск


Н. А. Шмаков
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия
Новосибирск


Д. А. Афонников
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия
Новосибирск


А. В. Кочетов
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия
Новосибирск


Е. К. Хлесткина
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук»; Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет»
Россия
Новосибирск


Список литературы

1. Ali A., Alexandersson E., Sandin M., Resjö S., Lenman M., Hedley P., Levander F., Andreasson E. Quantitative proteomics and transcriptomics of potato in response to Phytophthora infestans in compatible and incompatible interactions. BMC Genomics. 2014;15(1):497. DOI 10.1186/1471-2164-15-497.

2. Andersson M., Turesson H., Nicolia A., Falt A., Samuelsson M., Hofvander P. Efficient targeted multiallelic mutagenesis in tetraploid potato (Solanum tuberosum) by transient CRISPR-Cas9 expression in protoplasts. Plant Cell Rep. 2016;36(1):117-128. DOI 10.1007/s00299-016-2062-3.

3. Baebler Š., Witek K., Petek M., Stare K., Tušek-Žnidarič M., PompeNovak M., Renaut J., Szajko K., Strzelczyk-Żyta D., Marczewski W., Morgiewicz K., Gruden K., Hennig J. Salicylic acid is an indispensable component of the Ny-1 resistance-gene-mediated response against Potato virus Y infection in potato. J. Exp. Bot. 2014; 65(4):1095-1109.

4. Bhogale S., Mahajan A.S., Natarajan B., Rajabhoj M., Thulasiram H.V., Banerjee A.K. MicroRNA156: A potential graft-transmissible microRNA that modulates plant architecture and tuberization in Solanum tuberosum ssp. andigena. Plant Physiol. 2014;164(2):10111027. DOI 10.1104/pp.113.230714.

5. Bortesi L., Fischer R. The CRISPR/Cas9 system for plant genome editing and beyond. Biotechnol. Advance. 2015;33(1):41-52. Available at http://dx.doi.org/10.1016/j.biotechadv.2014.12.006.

6. Burra D.D., Berkowitz O., Hedley P.E., MorrisJ., Resjö S., Levander F., Liljeroth E., Andreasson E., Alexandersson E. Phosphite-induced changes of the transcriptome and secretome in Solanum tuberosum leading to resistance against Phytophthora infestans. BMC Plant Biol. 2014;14:254. DOI 10.1186/s12870-014-0254-y.

7. Butler N.M., Atkins P.A., Voytas D.F., Douches D.S. Generation and inheritance of targeted mutations in potato (Solanum tuberosum L.) using the CRISPR/Cas System. PLoS ONE. 2015;10(12). DOI 10.1371/journal.pone.0144591.

8. Butler N.M., Douches D.S. Sequence-specific nucleases for genetic improvement of potato. Am. J. Potato Res. 2016;93(4):303-320. DOI 10.1007/s12230-016-9513-9.

9. Carvallo M.A., Pino M.T., Jeknić Z., Zou C., Doherty C.J., Shiu S.H., Chen T.H.H., Thomashow M.F. A comparison of the low temperature transcriptomes and CBF regulons of three plant species that differ in freezing tolerance: Solanum commersonii, Solanum tuberosum, and Arabidopsis thaliana. J. Exp. Bot. 2011;62(11):3807-3819.

10. Chi M., Liu C., Su Y., Tong Y., Liu H. Bioinformatic prediction of upstream microRNAs of PPO and novel microRNAs in potato. Can. J. Plant Sci. 2015;95(5):871-877. DOI http://dx.doi.org/10.1139/CJPS-2014-308.

11. Clough E., Barrett T. The Gene Expression Omnibus database. Methods Mol. Biology. 2016;1418:93-110. DOI 10.1007/978-1-49393578-9_5.

12. Evers D., Legay S., Lamoureux D., Hausman J.F., Hoffmann L., Renaut J. Towards a synthetic view of potato cold and salt stress response by transcriptomic and proteomic analyses. Plant. Mol. Biol. 2012;78(4-5):503-14. DOI 10.1007/s11103-012-9879-0.

13. Felcher K.J., Coombs J.J., Massa A.N., Hansey C.N., Hamilton J.P., Veilleux R.E., Buell C.R., Douches D.S. Integration of two diploid potato linkage maps with the Potato Genome Sequence. PLoS ONE. 2012;7(4). DOI 10.1371/journal.pone.0036347.

14. Frades I., Abreha K.B., Proux-Wéra E., Lankinen Å., Andreasson E., Alexandersson E. A novel workflow correlating RNA-seq data to Phythophthora infestans resistance levels in wild Solanum species and potato clones. Front. Plant Sci. 2015;6:718. DOI 10.3389/fpls.2015.00718.

15. Gálvez J.H., Tai H.H., Lagüe M., Zebarth B.J., Strömvik M.V. The nitrogen responsive transcriptome in potato (Solanum tuberosum L.) reveals significant gene regulatory motifs. Sci. Reports. 2016;6:26090. DOI 10.1038/srep26090.

16. Gebhardt C. Bridging the gap between genome analysis and precision breeding in potato. Cell. 2013;29(4):248-256. DOI 10.1016/j.tig.2012.11.006.

17. Gong L., Zhang H., Gan X., Zhang L., Chen Y., Nie F., Shi L., Li M., Guo Z., Zhang G., Song Y. Transcriptome profiling of the potato (Solanum tuberosum L.) plant under drought stress and water-stimulus conditions. PLoS ONE. 2015;10(5):e0128041. DOI 10.1371/journal.pone.0128041.

18. Hamilton J.P., Hansey C.N., Whitty B.R., Stoffel K., Massa A.N., Deynze A., De Jong W., David S., Douches D.S., Buell C.R. Single nucleotide polymorphism discovery in elite north american potato germplasm. BMC Genomics. 2011;12:302. DOI 10.1186/14712164-12-302.

19. Hirsch C.D., Hamilton J.P., Childs K.L., Cepela J., Crisovan E., Vaillancourt B., Hirsch C.N., Habermann M., Neal B., Buell C.R. Spud DB: A resource for mining sequences, genotypes, and phenotypes to accelerate potato breeding. Plant Genome. 2014;7(1). DOI 10.3835/plantgenome2013.12.0042.

20. Hougas R.W., Peloquin S.J., Ross R.W. Haploids of the common potato. J. Heredity. 1958;49:103-106.

21. Jupe F., Pritchard L., Etherington G.J., MacKenzie K., Cock P.J.A., Wright F., Sharma S.K., Bolser D., Bryan G.J., Jones J.D.G., Hein I. Identification and localization of the NB-LRR gene family within the potato genome. BMC Genomics. 2012;13:75. DOI 10.1186/14712164-13-75.

22. Khlestkin V.K., Peltek S.E., Kolchanov N.A. Target genes for development of potato (Solanum tuberosum L.) cultivars with desired starch properties. Sel’skokhozyaistvennaya biologiya=Agricultural Biology. 2017;52(1):25-36. DOI 10.15389/agrobiology.2017.1.25. (in Russian).

23. Khlestkina E.K. Genomnoe redaktirovanie kak mashina vremeni, ili domestikatsiya za paru let. Nauka iz pervykh ruk [Genome editing as ‘time machine’ or domestication within a couple of years. Science First Hand]. 2016;71-72(5-6):72-75. (in Russian).

24. Khlestkina E.K., Shumny V.K. Prospects for application of breakthrough technologies in breeding: The CRISPR/Cas9 system for plant genome editing. Genetika = Genetics. 2016;52(7):774-787. (in Russian).

25. Khlestkina E.K., Shumny V.K., Kolchanov N.A. Marker-assisted selection and examples of its application in world potato growing. Dostizheniya nauki i tehniki APK = Achievements of Science and Technology of AIC. 2016;30(10):5-8. (in Russian).

26. Kolchanov N.A., Kochetov A.V., Salina E.A., Pershina L.A., Khlestkina E.K., Shumny V.K. The state and trends of marker-assisted and genomic selection application in plants. Vestnik Rossiiskoi Akademii Nauk = Herald of the Russian Academy of Sciences. 2017;87:40-46. (in Russian).

27. Kolesnikov N., Hastings E., Keays M., Melnichuk O., Tang Y.A., Williams E., Dylag M., Kurbatova N., Brandizi M., Burdett T., Megy K., Pilicheva E., Rustici G., Tikhonov A., Parkinson H., Petryszak R., Sarkans U., Brazma A. ArrayExpress update–simplifying data submissions. Nucl. Acids Res. 2015;43(D1):D1113-D1116. DOI 10.1093/nar/gku1057.

28. Kozomara A., Griffiths-Jones S. miRBase: annotating high confidence microRNAs using deep sequencing data. Nucl. Acids Res. 2013;42(D1):D68-D73. DOI https://doi.org/10.1093/nar/gkt1181.

29. Lakhotia N., Joshi G., Bhardwaj A.R., Bhardwaj A.R., Katiyar-Agarwal S., Agarwal M., Jagannath A., Goel S., Kumar A. Identification and characterization of miRNAome in root, stem, leaf and tuber developmental stages of potato (Solanum tuberosum L.) by high-throughput sequencing. BMC Plant Biology. 2014;14:6. DOI 10.1186/1471-2229-14-6.

30. Limantseva L., Mironenko N., Shuvalov O., Antonova O., Khiutti A., Novikova L., Afanasenko O., Spooner D., Gavrilenko T. Characterization of resistance to Globodera rostochiensis pathotype Ro1 in cultivated and wild potato species accessions. Plant Breeding. 2014; 133:660-665. DOI 10.1111/pbr.12195.

31. Liu Y., Lin-Wang K., Deng C., Warran B., Wang L., Yu B., Yang H., Wang J., Espley R.V., Zhang J., Wang D., Allan A.C. Comparative transcriptome analysis of white and purple potato to identify genes involved in anthocyanin biosynthesis. PLoS ONE. 2015;10(6): e0129148. DOI 10.1371/journal.pone.0129148.

32. Martin A., Adam H., Díaz-Mendoza M., Zurczak M., GonzálezSchain N.D., Suárez-López P. Graft-transmissible induction of potato tuberization by the microRNA miR172. Development. 2009; 136(17):2873-2881. DOI 10.1242/dev.031658.

33. Massa A.N., Childs K.L., Lin H., Bryan G.J., Giuliano G., Buell C.R. The transcriptome of the reference potato genome Solanum tuberosum group phureja clone DM1-3 516R44. PLoS ONE. 2011;6(10): e26801. DOI 10.1371/journal.pone.0026801.

34. Nowicki M., Foolad M.R., Nowakowska M., Kozik E.U. Potato and tomato late blight caused by Phytophthora infestans: An overview of pathology and resistance breeding. Plant Disease. 2012;96(1):4-17. Available at http://dx.doi.org/10.1094/PDIS-05-11-0458.

35. Petek M., Rotter A., Kogovšek P., Baebler Š., Mithöfer A., Gruden K. Potato virus Y infection hinders potato defence response and renders plants more vulnerable to Colorado potato beetle attack. Mol. Ecol. 2014;23(21):5378-5391. DOI 10.1111/mec.12932.

36. Ramakrishnan A.P., Ritland C.E., Blas Sevillano R.H., Riseman A. Review of potato molecular markers to enhance trait selection. Am. J. Potato Res. 2015;92(4):455-472. DOI 10.1007/s12230-015-9455-7.

37. Rensink W.A., Lee Y., Liu J., Iobst S., Ouyang S., Buell C.R. Comparative analyses of six solanaceous transcriptomes reveal a high degree of sequence conservation and species-specific transcripts. BMC Genomics. 2005;6:124. DOI 10.1186/1471-2164-6-124.

38. Rickert A.M., Kim J.H., Meyer S., Nagel A., Ballvora A., Oefner P.J., Gebhardt C. First generation SNP/InDel markers tagging loci for pathogen resistance in the potato genome. Plant Biotechnol. 2003;1: 399-410. DOI 10.1046/j.1467-7652.2003.00036.x.

39. Rogozina E.V., Khavkin E.E., Sokolova E.A., Kuznetsova M.A., Gavrilenko T.A., Limantseva L.A., Biryukova V.A., Chalaja N.A., Jones R.W., Deahl K.L. Clone collection of wild species and interspecific hybrids of potato studied phytopathologically and by means of DNA markers. Trudy po prikladnoĭ botanike, genetike i selektsii=Proceedings on Applied Botany, Genetics and Breeding. 2013;174:23-32. (in Russian).

40. Rogozina E.V., Shuvalov O.Yu., Antonova O.Yu., Gavrilenko T.A. Interspecific and intraspecific diversity on resistance to Y virus in potato. Sel’skokhozyaistvennaya biologiya = Agricultural Biology, 2012;5:64-69. DOI 10.15389/agrobiology.2012.5.64. (in Russian).

41. Rosyara U.R., De Jong W.S., Douches D.S., Endelman J.B. Software for genome-wide association studies in autopolyploids and its application to potato. Plant Genome. 2016;9(2). DOI 10.3835/plantgenome2015.08.0073.

42. Simko I., Haynes K.G., Jones R.W. Assessment of linkage disequilibrium in potato genome with single nucleotide polymorphism markers. Genetics. 2006;173(4):2237-2245. DOI 10.1534/genetics.106.060905.

43. Slater A.T., Cogan N.O.I., Forster J.W. Cost analysis of the application of marker-assisted selection in potato breeding. Mol. Breeding. 2013;32(2):299-310. DOI 10.1007/s11032-013-9871-7.

44. Slater A.T., Cogan N.O.I., Forster J.W., Hayes B.J., Daetwyler H.D. Improving genetic gain with genomic selection in autotetraploid potato. Plant Genome. 2016;9(3). DOI 10.3835/plantgenome2016.02.0021.

45. SolCAP 2016. Available at http://solcap.msu.edu/potato_infinium.shtml. Доступ 08.10.2016.

46. Stare T., Ramšak Ž., Blejec A., Stare K., Turnšek N., Weckwerth W., Wienkoop S., Vodnik D., Gruden K. Bimodal dynamics of primary metabolism-related responses in tolerant potato–Potato virus Y interaction. BMC Genomics. 2015;16(1):716. DOI 10.1186/s12864015-1925-2.

47. Szcześniak M.W., Makałowska I. miRNEST 2.0: a database of plant and animal microRNAs. Nucl. Acids Res. 2014;42:D74-D77. DOI https://doi.org/10.1093/nar/gkt1156.

48. The Potato Genome Sequencing Consortium. Genome sequence and analysis of the tuber crop potato. Nature. 2011;475:189-195. DOI 10.1038/nature10158.

49. The RNAcentral Consortium. RNAcentral: a comprehensive database of non-coding RNA sequences. Nucl. Acids Res. 2017;45(D1):D128D134. DOI https://doi.org/10.1093/nar/gkw1008.

50. Uitdewilligen J.G.A.M.L., Wolters A.-M.A., D’hoop B.B., Borm T.J.A., Visser R.G.F., van Eck H.J. A next-generation sequencing method for genotyping-by-sequencing of highly heterozygous autotetraploid potato. PLoS ONE. 2013;8(5):e62355. DOI 10.1371/journal.pone.0062355.

51. Van Os H., Andrzejewski S., Bakker E., Barrena I., Bryan G.J., Caromel B., Ghareeb B., Isidore E., de Jong W., van Koert P., Lefebvre V., Milbourne D., Ritter E., Rouppe van der Voort J.N.A.M., Rousselle-Bourgeois F., van Vliet J., Waugh R., Visser R.G.F., Bakker J., van Eck H.J. Construction of a 10,000-marker ultradense genetic recombination map of potato: providing a framework for accelerated gene isolation and a genomewide physical map. Genetics. 2006;173:1075-1087. DOI 10.1534/genetics.106.055871.

52. Veilleux R.E., Booze-Daniels J., Pehu E. Anther culture of a 2n pollen producing clone of Solanum phureja Juz. & Buk. Can. J. Genet. Cytology. 1985;27:559-564.

53. Visser R.G.F., Bachem C.W.B., de Boer J.M., Bryan G.J., Chakrabati S.K., Feingold S., Gromadka R., van Ham R.C.H.J., Huang S., Jacobs J.M.E., Kuznetsov B., de Melo P.E., Milbourne D., Orjeda G., Sagredo B., Tang X. Sequencing the potato genome: outline and first results to come from the elucidation of the sequence of the world’s third most important food crop. Am. J. Potato Res. 2009;86:417429. DOI 10.1007/s12230-009-9097-8.

54. Wang S., Zhang S., Wang W., Xiong X., Meng F., Cui X. Efficient targeted mutagenesis in potato by the CRISPR/Cas9 system. Plant Cell Rep. 2015;34(9):1473-1476. DOI 10.1007/s00299-015-1816-7.

55. Zhang N., Yang J., Wang Z., Wen Y., Wang J., He W., Liu B., Si H., Wang D. Identification of novel and conserved microRNAs related to drought stress in potato by deep sequencing. PLoS ONE. 2014; 9(4):e95489. DOI 10.1371/journal.pone.0095489.

56. Zhang R., Marshall D., Bryan G.J., Hornyik C. Identification and characterization of miRNA transcriptome in potato by high-throughput sequencing. PLoS ONE. 2013;8(2):e57233. DOI 10.1371/journal.pone.0057233.

57. Zhang W., Luo Y., Gong X., Zeng W., Li S. Computational identification of 48 potato microRNAs and their targets. Comput. Biol. Chem. 2009;33(1):84-93. Available at http://dx.doi.org/10.1016/j.compbiolchem.2008.07.006.

58. Zuluaga P.A., Solé M., Lu H., Góngora-Castillo E., Vaillancourt B., Coll N., Buell C.R., Valls M. Transcriptome responses to Ralstonia solanacearum infection in the roots of the wild potato Solanum commersonii. BMC Genomics. 2015;16(1):246. DOI 10.1186/s12864015-1460-1.


Дополнительные файлы

Просмотров: 2557

Обратные ссылки

  • Обратные ссылки не определены.


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2500-0462 (Print)
ISSN 2500-3259 (Online)