Создание и характеристика двух линий индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ICGi052-A и ICGi052-B) от пациента с лобно-височной деменцией с паркинсонизмом-17, ассоциированной с патологическим вариантом c.2013T>G в гене MAPT

Лобно-височная деменция с паркинсонизмом-17 - нейродегенеративное заболевание, характеризующееся патологической агрегацией белка тау с образованием нейрофибриллярных клубков и дальнейшей гибелью нейронов. Наследственная форма лобно-височной деменции может быть вызвана мутациями в различных генах, одним из которых является ген MAPT на хромосоме 17, кодирующий тау-белок. Поскольку на данный момент отсутствуют утвержденные медицинским сообществом способы борьбы с лобно-височной деменцией, исследование на клеточных моделях in vitro молекулярно-генетических механизмов, приводящих к развитию заболевания, поиск мишеней для терапевтического воздействия и возможность тестирования потенциальных лекарственных препаратов для предотвращения гибели нейронов являются актуальной задачей. Анализ данных секвенирования экзома 46-летней пациентки с клиническим диагнозом болезнь Паркинсона показал наличие патологического варианта c.2013T>G (rs63750756) в гене MAPT, который ассоциирован с лобно-височной деменцией с паркинсонизмом-17. При помощи репрограммирования мононуклеарных клеток периферической крови пациентки нами были получены десять линий индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК), из которых детально охарактеризованы две. Репрограммирование проводили с помощью трансфекции неинтегрирующимися эписомными векторами, которые экспрессируют белки OCT4, SOX2, KLF4, LIN28, L-MYC и mp53DD. Линии ИПСК ICGi052-A и ICGi052-B стабильно пролиферируют, образуют колонии с характерной для плюрипотентных клеток человека морфологией, имеют нормальный диплоидный кариотип (46,XX), экспрессируют эндогенную щелочную фосфатазу и маркеры плюрипотентности (OCT4, NANOG, SSEA-4 и TRA-1-60) и способны дифференцироваться в производные трех зародышевых листков: энто-, экто- и мезодерму. Благодаря тому, что ИПСК можно направленно дифференцировать в широкий спектр типов клеток, полученные в данной работе и детально охарактеризованные линии ИПСК являются уникальным инструментом для изучения молекулярно-генетических механизмов патогенеза лобно-височной деменции с паркинсонизмом-17, а также тестирования потенциальных лекарственных препаратов in vitro.

1. Britti E., Ros J., Esteras N., Abramov A.Y. Tau inhibits mitochondrial calcium efflux and makes neurons vulnerable to calcium-induced cell death. Cell Calcium. 2020;86:102150. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2019.102150

2. Choppa P.C., Vojdani A., Tagle C., Andrin R., Magtoto L. Multiplex PCR for the detection of Mycoplasma fermentans, M. hominis and M. penetrans in cell cultures and blood samples of patients with chronic fatigue syndrome. Mol. Cell Probes. 1998;12(5):301-308. https://doi.org/10.1006/mcpr.1998.0186

3. Cowan C.A., Klimanskaya I., McMahon J., Atienza J., Witmyer J., Zucker J.P., Wang S., Morton C.C., McMahon A.P., Powers D., Melton D.A. Derivation of embryonic stem-cell lines from human blastocysts. N. Engl. J. Med. 2004;350(13):1353-1356. https://doi.org/10.1056/NEJMsr040330

4. Dawson H.N., Cantillana V., Chen L., Vitek M.P. The tau N279K exon 10 splicing mutation recapitulates frontotemporal dementia and parkinsonism linked to chromosome 17 tauopathy in a mouse model. J. Neurosci. 2007;27(34):9155-9168. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.5492-06.2007

5. D’Souza I., Schellenberg G.D. Arginine/serine-rich protein interaction domain-dependent modulation of a tau exon 10 splicing enhancer: altered interactions and mechanisms for functionally antagonistic FTDP-17 mutations Δ280K and N279K. J. Biol. Chem. 2006;281: 2460-2469. https://doi.org/10.1074/jbc.M505809200

6. Esmaeli-Azad B., McCarty J.H., Feinstein S.C. Sense and antisense transfection analysis of tau function: tau influences net microtubule assembly, neurite outgrowth and neuritic stability. J. Cell Sci. 1994; 107(4):869-879. https://doi.org/10.1242/jcs.107.4.869

7. Esteras N., Kundel F., Amodeo G.F., Pavlov E.V., Klenerman D., Abramov A.Y. Insoluble tau aggregates induce neuronal death through modification of membrane ion conductance, activation of voltage-gated calcium channels and NADPH oxidase. FEBS J. 2021;288(1):127-141. https://doi.org/10.1111/febs.15340

8. Ghetti B., Oblak A.L., Boeve B.F., Johnson K.A., Dickerson B.C., Goedert M. Invited review: Frontotemporal dementia caused by microtubule-associated protein tau gene (MAPT) mutations: a chameleon for neuropathology and neuroimaging. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2015;41(1):24-46. https://doi.org/10.1111/nan.12213

9. Grigor’eva E.V., Kopytova A.E., Yarkova E.S., Pavlova S.V., Sorogina D.A., Malakhova A.A., Malankhanova T.B., Baydakova G.V., Zakharova E.Y., Medvedev S.P., Pchelina S.N., Zakian S.M. Biochemical characteristics of iPSC-derived dopaminergic neurons from N370S GBA variant carriers with and without Parkinson’s disease. Int. J. Mol. Sci. 2023;24(5):4437. https://doi.org/10.3390/ijms24054437

10. Hasegawa M., Smith M.J., Iijima M., Tabira T., Goedert M. FTDP-17 mutations N279K and S305N in tau produce increased splicing of exon 10. FEBS Lett. 1999;443(2):93-96. https://doi.org/10.1016/S0014-5793(98)01696-2

11. Hernández F., Merchán-Rubira J., Vallés-Saiz L., Rodríguez-Matellán A., Avila J. Differences between human and murine tau at the N-terminal end. Front. Aging Neurosci. 2020;12:11. https://doi.org/10.3389/fnagi.2020.00011

12. Iovino M., Agathou S., González-Rueda A., Del Castillo VelascoHerrera M., Borroni B., Alberici A., Lynch T., O’Dowd S., Geti I., Gaffney D., Vallier L., Paulsen O., Káradóttir R.T., Spillantini M.G. Early maturation and distinct tau pathology in induced pluripotent stem cell-derived neurons from patients with MAPT mutations. Brain. 2015;138(11):3345-3359. https://doi.org/10.1093/brain/awv222

13. Korn L., Speicher A.M., Schroeter C.B., Gola L., Kaehne T., Engler A., Disse P., Fernández-Orth J., Csatári J., Naumann M., Seebohm G., Meuth S.G., Schöler H.R., Wiendl H., Kovac S., Pawlowski M. MAPT genotype-dependent mitochondrial aberration and ROS production trigger dysfunction and death in cortical neurons of patients with hereditary FTLD. Redox Biol. 2023;59:102597. https://doi.org/10.1016/j.redox.2022.102597

14. Liu G., David B.T., Trawczynski M., Fessler R.G. Advances in pluripotent stem cells: history, mechanisms, technologies, and applications. Stem Cell Rev. Rep. 2020;16(1):3-32. https://doi.org/10.1007/s12015-019-09935-x

15. Lynch T., Sano M., Marder K.S., Bell K.L., Foster N.L., Defendini R.F., Sima A.A., Keohane C., Nygaard T.G., Fahn S., Mayeux R., Rowland L., Wilhelmsen K. Clinical characteristics of a family-with chromosome 17-linked disinhibition-dementia-parkinsonism-amyotrophy complex. Neurology. 1994;44(10):1878-1884. https://doi.org/10.1212/wnl.44.10.1878

16. Okita K., Yamakawa T., Matsumura Y., Sato Y., Amano N., Watanabe A., Goshima N., Yamanaka S. An efficient nonviral method to generate integration-free human-induced pluripotent stem cells from cord blood and peripheral blood cells. Stem Cells. 2013;31(3):458- 466. https://doi.org/10.1002/stem.1293

17. Ritter M.L., Avila J., García-Escudero V., Hernández F., Pérez M. Frontotemporal dementia-associated N279K tau mutation localizes at the nuclear compartment. Front. Cell. Neurosci. 2018;12:202. https://doi.org/10.3389/fncel.2018.00202

18. Valetdinova K.R., Malankhanova T.B., Zakian S.M., Medvedev S.P. The cutting edge of disease modeling: synergy of induced pluripotent stem cell technology and genetically encoded biosensors. Biomedicines. 2021;9(8):960. https://doi.org/10.3390/biomedicines9080960

19. Wren M.C., Zhao J., Liu C.-C., Murray M.E., Atagi Y., Davis M.D., Fu Y., Okano H.J., Ogaki K., Strongosky A.J., Tacik P., Rademakers R., Ross O.A., Dickson D.W., Wszolek Z.K., Kanekiyo T., Bu G. Frontotemporal dementia-associated N279K tau mutant disrupts subcellular vesicle trafficking and induces cellular stress in iPSC-derived neural stem cells. Mol. Neurodegener. 2015;10:46. https://doi.org/10.1186/s13024-015-0042-7.